Fijadores (PAF y MIF)
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El documento aborda métodos de fijación y tinción utilizados en el estudio de protozoarios y otros parásitos, destacando la importancia de elegir un fijador adecuado que preserve las estructuras morfológicas. Se describen dos fijadores principales: el PAF (fenol-alcohol-formaldehído) y el MIF (merthiolate-yodo-formaldehído), así como los procedimientos para su aplicación. La bibliografía incluida resalta la relevancia de las técnicas de tinción y cultivo en parasitología médica.
Fijadores (PAF y MIF)
- 1. Fijadores Claudia Leticia Pérez Gómez Víctor Pérez Bravo Sharon Gutiérrez Falcón BENEMERITA UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE PUEBLA FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LIC. EN QUÍMICO FARMACOBIOLOGO DEPARTAMENTO DE ANÁLISIS CLÍNICOS MC. MARTHA ALICIA SALGADO JUAREZ
- 2. La estructura compleja y delicada de los protozoarios obligó a utilizar métodos más complicados que los que se aplicaron en bacteriología, por lo que se recurrió a estrategias que eran comunes en histología: la fijación y la tinción.
- 3. Los fijadores El método de fijación utilizado depende del tipo de estructura parasitaria (quistes, ooquistes, trofozoítos, huevos, larvas o adultos). Un excelente fijador es aquel que penetra con rapidez la estructura parasitaria, detiene su metabolismo y le provoca pocos o nulos cambios morfológicos.
- 5. PAF (Fenol-Alcohol-Formaldehido) El PAF preserva quistes y trofozoítos de protozoarios; también se utiliza para huevos y larvas de helmintos. El fenol se disuelve en la solución salina, después debe añadirse el etanol, el formaldehído y mezclarse. Se almacena en frascos ámbar. Para fijar las estructuras parasitarias, la muestra de heces se homogeneiza con el fijador manteniendo una relación de 1:5.
- 6. MIF (Merthiolate-Yodo-Formaldehido) El MIF es fácil de hacer. Fija y tiñe en forma simultánea. Es un buen fijador de quistes, trofozoítos, huevos y larvas.
- 7. PROCEDIMIENTOS: PAF (phenol-alcohol-formol) La muestra de heces se mezcla con el fijador en un recipiente en proporción 1:1 Para la observación: Mezclar bien muestra fijada y con ayuda de un embudo y una gasa en un tubo colar 3 mlilitroa de material fijado Agregar solución salina y centrifugar a 1800 rpm por 3 minutos Decantar sobrenadante y obtener sedimento de 0.5 ml. Decantar sobrenadante completar a 12 ml con solución fisiológica centrifugar en las mismas condiciones. Repetir centrifugado y lavar de 2 a 3 veces mas. Agregar 2 ml. De solución fisiológica al sedimento final,emulsionar y obtener una gota para observación en portaobjetos. Agregar una gota de colorante tionina o azure A,cubrir con cubreobjetos y examinar.
- 8. MIF (merthiolate-yodo-formol) Colocar 1 o 2 mililitros de solución MIF en el vial. Para la observación colocar 1 mililitro o su equivalente de la muestra fresca de heces. Mezclar y observar al microscopio.
- 9. Bibliografía Becerril M. A. . (2014). 39 Tinciones y cultivos para el estudio de los parásitos . En Parasitologia medica (355- 370). México : McGrawHill.