Técnica de baermann

Medios auxiliares
para el diagnóstico de las
parasitosis intestinales
segundaedición

La planificación y la elaboración de estos medios auxiliares estuvieron a cargo de
Profesor Marco Genchi, Departamento de Ciencias Veterinarias, Universidad de Parma, Parma (Italia)
Sr. Idzi Potters, Licenciatura, Departamento de Ciencias Clínicas, Instituto de Medicina Tropical, Amberes (Bélgica)
Sra. Rina G. Kaminsky, Máster, Departamento de Pediatría, Escuela de Ciencias Médicas, Universidad Nacional Autónoma,
Honduras y Servicio de Parasitología, Departamento de Laboratorio Clínico, Hospital Universitario, (Honduras)
Dr. Antonio Montresor, Quimioterapia Preventiva y Control de Transmisiones, Departamento de Control de Enfermedades
Tropicales Desatendidas, Organización Mundial de la Salud, Ginebra (Suiza)
Dr. Simone Magnino, Istituto Zooprofilattico Sperimentale della Lombardia e dell’Emilia Romagna, Bruno Ubertini, Pavia (Italia)
Agradecimientos
La Organización Mundial de la Salud (OMS) expresa su agradecimiento al Istituto Zooprofilattico Sperimentale della Lombardia
e dell'Emilia Romagna “Bruno Umbertini” por su apoyo financiero y técnico. También se agradece al Instituto de Medicina
Tropical de Amberes por poner a disposición su extensa biblioteca de imágenes.
Se agradece también a las siguientes personas
Dr. Shaali Ame, Centro Colaborador de la OMS para las Enfermedades Tropicales Desatendidas, Unidad de Parasitología,
Laboratorio de Salud Pública Ivo de Carneri, Pemba (República Unida de Tanzanía)
Profesor Giuseppe Cringoli, Departamento de Medicina Veterinaria y Producciones Pecuarias, Universidad de Nápoles, Federico II, Nápoles (Italia)
Dra. Yvette Endriss, Instituto Suizo de Salud Tropical y Pública, Basilea (Suiza)
Profesora Laura Rinaldi, Departamento de Medicina Veterinaria y Producciones Pecuarias, Universidad de Federico de Nápoles II, Nápoles (Italia)
Dra. Francesca Tamarozzi, Centro Colaborador de la OMS para la Epidemiología, la Detección y el Control de la Equinococosis
Quística y Alveolar, Instituto Nacional de Salud, Roma (Italia)
Dr. Fabio Tosini, Laboratorio de Referencia de la Unión Europea para Parásitos, Instituto Nacional de Salud, Roma (Italia)
Dr. Jürg Utzinger, Instituto Suizo de Salud Tropical y Pública, Basilea (Suiza)
Versión oficial en español de la obra original en inglés
Bench aids for the diagnosis of intestinal parasites
© World Health Organization 2019
ISBN: 978-92-4-151534-4
Medios auxiliares para el diagnóstico de las parasitosis intestinales
© Organización Panamericana de la Salud, 2020
ISBN: 978-92-75-32205-5
eISBN: 978-92-75-32206-2
Algunos derechos reservados. Esta obra está disponible en virtud de la licencia Reconocimiento-NoComercial-CompartirIgual 3.0
Organizaciones intergubernamentales de Creative Commons (CC BY-NC-SA 3.0 IGO;
https://creativecommons.org/licenses/by-nc-sa/3.0/igo/deed.es).
Con arreglo a las condiciones de la licencia, se permite copiar, redistribuir y adaptar la obra con fines no comerciales, siempre
que se utilice la misma licencia o una licencia equivalente de Creative Commons y se cite correctamente, como se indica a
continuación. En ningún uso que se haga de esta obra debe darse a entender que la Organización Panamericana de la Salud
(OPS) respalda una organización, producto o servicio específicos. No está permitido utilizar el logotipo de la OPS.
Adaptaciones: si se hace una adaptación de la obra, debe añadirse la siguiente nota de descargo junto con la forma de cita
propuesta: “Esta publicación es una adaptación de una obra original de la Organización Panamericana de la Salud (OPS). Las opiniones
expresadas en esta adaptación son responsabilidad exclusiva de los autores y no representan necesariamente los criterios de la OPS”.
Traducciones: si se hace una traducción de la obra, debe añadirse la siguiente nota de descargo junto con la forma de cita
propuesta: “La presente traducción no es obra de la Organización Panamericana de la Salud (OPS). La OPS no se hace
responsable del contenido ni de la exactitud de la traducción”.
Forma de cita propuesta: Medios auxiliares para el diagnóstico de las parasitosis intestinales. Washington, D.C.:
Organización Panamericana de la Salud; 2020. Licencia: CC BY-NC-SA 3.0 IGO.
Datos de catalogación: pueden consultarse en http://iris.paho.org.
Ventas, derechos y licencias: para adquirir publicaciones de la OPS, véase www.publications.paho.org. Para presentar
solicitudes de uso comercial y consultas sobre derechos y licencias, véase www.paho.org/permissions.
Materiales de terceros: si se desea reutilizar material contenido en esta obra que sea propiedad de terceros, como cuadros,
figuras o imágenes, corresponde al usuario determinar si se necesita autorización para tal reutilización y obtener la autorización
del titular del derecho de autor. Recae exclusivamente sobre el usuario el riesgo de que se deriven reclamaciones de la infracción
de los derechos de uso de un elemento que sea propiedad de terceros.
Notas de descargo generales: las denominaciones empleadas en esta publicación y la forma en que aparecen presentados
los datos que contiene no implican, por parte de la OPS, juicio alguno sobre la condición jurídica de países, territorios, ciudades
o zonas, o de sus autoridades, ni respecto del trazado de sus fronteras o límites. Las líneas discontinuas en los mapas
representan de manera aproximada fronteras respecto de las cuales puede que no haya pleno acuerdo.
La mención de determinadas sociedades mercantiles o de nombres comerciales de ciertos productos no implica que la OPS los
apruebe o recomiende con preferencia a otros análogos. Salvo error u omisión, las denominaciones de productos patentados
llevan letra inicial mayúscula.
La OPS ha adoptado todas las precauciones razonables para verificar la información que figura en la presente publicación. No
obstante, el material publicado se distribuye sin garantía de ningún tipo, ni explícita ni implícita. El lector es responsable de la
interpretación y el uso que haga de ese material, y en ningún caso la OPS podrá ser considerada responsable de daño alguno
causado por su utilización.
OPS-CDE/VT-2020-02
Diseño e ilustración por Andrea Iacobuzio.
Portada y contraportada: diseño gráfico de Marco Genchi, basado en las claves de identificación de la primera edición.

dibujo esquemático del
parásito y tamaño
proporcional al huevo de
A. lumbricoides
imagen del
parásito
breve
descripción
lámina de identificación
con codificación de color
parásito de referencia para el
tamaño: huevo de Ascaris
lumbricoides
Introducción
1
Introducción
Esta segunda edición de Medios auxiliares para el diagnóstico de las parasitosis intestinales
tiene por objeto servir tanto de herramienta práctica en el diagnóstico de las parasitosis
intestinales dirigida a los trabajadores de laboratorio y sobre el terreno, y de material
didáctico para los estudiantes y el personal en formación. Las láminas están dispuestas en
ambas caras: el folio anverso con microfotografías para la identificación de los huevos, las
larvas, los trofozoítos, los quistes y los ooquistes presentes en las heces, y el folio reverso
dedicado a los diferentes métodos copromicroscópicos (protocolos) y las principales técnicas
de tinción utilizadas en parasitología.
Se ha prestado especial atención a todo el contenido gráfico e ilustrado. La decisión de incluir
el esquema de un huevo de Ascaris lumbricoides en su tamaño relativo al lado de cada
estructura parasitaria responde a la intención de que se puedan visualizar las dimensiones
que en la práctica se deben buscar cuando se examinan las muestras en un microscopio. Con
cada imagen, se presenta el tamaño del parásito y una breve descripción que ayuda a la
identificación microscópica.
Se incluyen además dos láminas de síntesis, una sobre los helmintos y otra sobre los
protozoos, con el fin de ofrecer un panorama visual de las diferentes presentaciones de los
elementos parasitarios.
Los medios auxiliares se elaboraron en un formato plastificado impermeable que es sólido y
fácil de usar en la mesa de laboratorio. Se recomienda usar esta publicación a todos los
profesionales de salud que se ocupan del diagnóstico corriente de las parasitosis intestinales.
Medios auxiliares para el diagnóstico de las
parasitosis intestinales, segunda edición
Ancylostomatidae (Ancylostoma braziliense, A. caninum, A. duodenale, Necator
americanus) Los huevos no se pueden diferenciar al microscopio. Son ovoideos, amarillo-grisáceos y
tienen una cubierta delgada. En las heces frescas contienen una mórula de 4 a 6 células. Si se dejan a
WHPSHUDWXUDDPELHQWHXQDVSRFDVKRUDVHOQ~PHURGHFpOXODVDXPHQWDUiGHUHFKD

7DPDxRʥ[
ʥ—P
A. duodenale y N. americanus Cápsulas bucales de
parásitos adultos. Nótese la diferencia entre los dientes
afilados de A. duodenale y las placas cortantes semiluna-
res de N. americanus. Fijados en formol y aclarados con
DOFRKRODOJOLFHULQD
Trichuris (izquierda) y Ancylostomatidae (derecha)
Huevos en el mismo campo microscópico. Obsérvese la
diferencia de tamaño
Trichostrongylus spp. (T. orientalis, T. colubriformis, T. axei) Los huevos son de forma
RYRLGHFRQXQH[WUHPRHQSXQWDGHFRORUDPDULOORJULViFHRSDUHGGHOJDGDPXVHPHMDQWHVDORV
huevos de uncinaria pero un poco más grandes. La mórula del interior puede constar de un número
YDULDEOHGHEODVWyPHURV7DPDxR[ʥ—P
Lámina2
Nematodos

Buenas prácticas de laboratorio y bioseguridad
A continuación se indican algunas prácticas y principios básicos de bioseguridad que deben
seguirse en el laboratorio. Para información más detallada, consulte:
https://apps.who.int/iris/handle/10665/43255.
En general, un laboratorio de parasitología se clasifica como un laboratorio básico de nivel de
bioseguridad 2 (véase http://www.hse.gov.uk/pubns/misc208.pdf). Esta definición exige aplicar
buenas prácticas de laboratorio, usar equipos de protección personal y exhibir el signo
internacional de peligro biológico. El laboratorio también tiene que estar dotado de cámaras de
seguridad biológica y procedimientos específicos de desinfección y tratamiento de los materiales
biológicos, que se utilizan también en caso de algún derrame accidental. Es necesario reglamentar
el acceso y debe existir espacio suficiente para las mesas y el equipo de laboratorio, que se
disponen de manera que permitan una limpieza adecuada. El laboratorio tiene que proveer
instalaciones para guardar la ropa y los artículos personales a todos los miembros del personal,
y contar con zonas de almacenamiento para las muestras, los reactivos y el equipo. Asimismo,
es fundamental que las zonas “limpias” y “sucias” se diferencien claramente y estén bien
iluminadas y ventiladas; que existan barreras contra los artrópodos si las ventanas pueden
abrirse; que se disponga de una fuente de agua de acceso fácil; y que las mesas, las paredes y
los pisos sean lisos, hidrófobos y fáciles de limpiar y desinfectar. Por último, el laboratorio tiene
que estar separado de los vestuarios y de toda zona recreativa destinada al personal.
Los desinfectantes de uso corriente son el hipoclorito de sodio (lejía), el etanol al 70 % o el
isopropanol y los compuestos de amonio cuaternario. La lejía es fácil de conseguir y de costo
bajo. Cuando se diluye al 5% o 10%, la lejía es apropiada para desinfectar las mesas y las zonas
de trabajo. Los alcoholes son eficaces para descontaminar las superficies de acero inoxidable y
eliminar los residuos de lejía de los metales, a fin de reducir al mínimo la corrosión. Los
compuestos de amonio cuaternario se deben utilizar después de haber eliminado las sustancias
orgánicas, que disminuyen su efectividad.
Con respecto a la eliminación de desechos, en condiciones ideales todo material infectado o
potencialmente infectado se debe descontaminar, esterilizar en autoclave o incinerar en el
laboratorio. Los recipientes para desechos contaminados, incluso los destinados a la eliminación
de desechos de objetos punzocortantes, tienen que ser fáciles de reconocer y adecuados para la
finalidad prevista.
Las reglas básicas de laboratorio se pueden resumir de la siguiente manera:
Introducción
2
1. Mantenga despejadas las zonas de trabajo (por ejemplo, nunca coloque morrales o mochilas,
carteras, libros, etc. en la mesa de laboratorio).
2. Lávese siempre las manos con agua y jabón al entrar y salir del laboratorio.
3. Use siempre su bata de laboratorio cuando esté en el laboratorio y quítesela cuando salga;
las batas de laboratorio y la ropa personal no se deben guardar en el mismo armario.
4. Use siempre guantes cuando manipula sustancias biológicas o químicas potencialmente peligrosas.
5. Use anteojos de seguridad para protegerse contra las salpicaduras, los líquidos pulverizables
y la radiación ultravioleta.
6. Use calzado adecuado (no sandalias).
7. Manipule las sustancias tóxicas (por ejemplo, el formol) en la cámara de seguridad biológica.
8. Rotule inequívocamente todas las preparaciones y las muestras que han de analizarse.
9. Elimine todos los desechos de manera apropiada y segura.
10. Limpie y desinfecte la zona de trabajo al comienzo y al final de cada sesión de laboratorio.
11. No saque del laboratorio el tablero sujetapapeles, las libretas, los bolígrafos ni los lápices
usados porque pueden estar contaminados.
12. No almacene alimentos ni bebidas en el laboratorio.
13. No consuma alimentos ni bebidas en el laboratorio, ni se lleve las manos u otros objetos (por
ejemplo, lápices, maquillaje, lentes de contacto) a la boca o los ojos.

Introducción
3
- Microscopio, objetivos 4x, 10x, 40x y 100x
- Objetivos complementarios 20x y 60x
- Escala ocular y micrómetro de platina para calibrar el
microscopio
- Centrifugadora (de ser posible con rotor para placas
de microvaloración)
Material de laboratorio básico en parasitología médica
- Balanza de laboratorio
- Placa calefactora con agitador magnético
- Refrigerador
- Microscopio estereoscópico (de ser posible)
- Cinta adhesiva (transparente) y papel: 2 cm de ancho
- Vasos de precipitado (plásticos y de vidrio): 250 ml,
500 ml y 1000 ml
- Vasos cónicos
- Botellas (plásticas y de vidrio): 25 ml, 30 ml, 50 ml,
100 ml, 250 ml, 500 ml y 1000 ml con tapones o
tapones cuentagotas y tapones de rosca
- Tubos de centrifugadora, cónicos, de tapa plana,
graduados: 15 ml y 50 ml
- Tubos de centrifugadora, cónicos y plásticos
desechables: 12 ml
- Probetas graduadas: 10 ml, 25 ml, 50 ml, 100 ml,
250 ml y 1000 ml
- Detergentes y desinfectantes
- Cubetas de tinción, frascos Coplin
- Frasco cuentagotas para solución salina, yodo, etc.
- Pinzas y tijeras
- Embudo (plástico y de vidrio)
- Gasa
- Placa calefactora
- Densímetro (peso específico 1,10‒1,40)
- Aceite de inmersión de viscosidad baja
- Marcadores indelebles, bolígrafos, lápices
- Mortero y mano (porcelana de laboratorio)
- Guantes desechables (látex o nitrilo)
- Filtros de membrana (12 µm o 15 µm) y soporte de filtros
- Portaobjetos y cubreobjetos
- Toallas de papel
- Pipetas Pasteur con peras de goma, pipeta electrónica
- Cajas de Petri (plástica y de vidrio)
- Pipetas (cuentagotas de plástico) desechables:
capacidad total de la pipeta 7 ml
- Recipientes de plástico “exprimibles”: 100 ml, 250 ml
y 500 ml
- Varilla (plástica)
- Bandeja para portaobjetos (plástica)
- Agitadores
- Gradilla para tubos de centrifugadora
- Formularios de registro y papel
- Etiquetas autoadhesivas
- Tamiz metálico (colador de té), diámetro 7,5 cm
- Cronómetro
- Aplicadores de madera, torundas de algodón y
bajalenguas
- Cromotropo 2R
- Ácido acético glacial
- Agua destilada
- Etanol: 70%, 95% y 100%
- Acetato de etilo
- Formaldehído (37‒40%)
- Glicerol
- Ácido clorhídrico (HCl)
- Cristales de yodo (I2)
- Verde claro SF
- Verde de malaquita
- Yoduro de potasio (KI)
- Solución salina
- Acetato de sodio
- Azul de metileno
- Carbol-fucsina: licúe 5 g de cristales de fenol con una
cantidad pequeña de agua destilada al baño maría a
95 °C. Disuelva 1 g de fucsina básica en el fenol licuado.
Agregue 10 ml de etanol al 95% y mezcle. Agregue
100 ml de agua destilada. Filtre y almacene en un
matraz oscuro, bien rotulado. La solución está lista
para usar.
- Formol al 5%: 50 ml de formaldehído + 950 ml de
agua destilada o solución salina (recomendado para un
uso multifuncional y la conservación de los quistes de
protozoos).
- Formol al 10%: 100 ml de formaldehído + 900 ml de
agua destilada o solución salina (recomendado para
huevos y larvas de helmintos).
- Solución de Lugol: 2 g de yoduro de potasio (KI) +
1,5 g de cristales de yodo en polvo (agregue cuando se
haya disuelto el KI) + 100 ml de agua destilada.
Almacene en una botella ámbar con tapón de cristal a
temperatura ambiente y en un lugar oscuro; la fecha
de caducidad es un año. La solución está lista para
usar. Para uso corriente, disponer 20 ml en un frasco
cuentagotas ámbar por 10 a 14 días.
- SAF (preparación fijadora de acetato sódico-ácido
acético-formol: 1,5 g de acetato de sodio + 2,0 ml de
ácido acético glacial + 4 ml de formol + 92,0 ml de
agua destilada).
Cloruro de sodio saturado (NaCl), peso específico 1,20:
1000 ml de agua caliente + 500 g de NaCl, deje
disolver durante la noche con agitador magnético.
Compruebe el peso específico con un densímetro.
Sulfato de zinc (ZnSO4 7H2O), peso específico 1,35:
685 ml de agua + 685 g de sulfato de cinc, deje
disolver durante la noche con agitador magnético.
Compruebe el peso específico con un densímetro.
Cloruro de sodio saturado (NaCl), pe 1,20
Anquilostomas
(Ascaris lumbricoides)
(Trichuris spp.)
Trichostrongylus spp.
Strongyloides stercoralis
Enterobius vermicularis
Ascaris lumbricoides
Trichuris spp.
Fasciola hepatica
Schistosoma mansoni
Dicrocoelium dendriticum
Balantidium coli
Dientamoeba fragilis
Blastocystis hominis
Entamoeba spp.
Endolimax nana
Giardia duodenalis
Enteromonas hominis
Sulfato de zinc (ZnSO4 7H2O), pe 1,35
Soluciones de flotación
Soluciones
Reactivos
Materiales
Equipo
Hymenolepis spp.
Taenia spp.

Introducción
4
La búsqueda de huevos y larvas de helmintos (y de ciliados) se realiza de forma clásica con un objetivo 10x. Se
examina toda la preparación. Para lograrlo se debe trabajar de manera sistemática. Comience siempre en una
esquina del cubreobjetos y trabaje en línea recta desde la esquina escogida hacia el lado opuesto. Una vez allí,
desplácese lateralmente una columna y repita hasta haber examinado toda la preparación. Al observar el campo
microscópico siguiente, proceda siempre con una ligera superposición: cuando se ha examinado un campo, escoja
un objeto en este campo y desplácelo hacia el lado opuesto del campo. Entonces, se examina este segundo campo.
Cuando se encuentran estructuras parasitarias, los detalles se analizan con un objetivo 40x.
Examen microscópico
La búsqueda de la mayoría de los protozoos se realiza con el objetivo 40x. De la misma manera descrita arriba, se
deben examinar unas pocas columnas (3 ó 4) con cierto solapamiento. Para la identificación morfológica se utiliza
aceite de inmersión con el frotis en solución de Lugol. Para diferenciar las especies se deben medir los trofozoítos,
los quistes o ambos.
Ocular scale
0 10 20 30 40 50
0 10 20 30 40 50
0 01 02 03 04
0 01 02 03 04
Stage
Disc-type micrometer
Adjust the stage micrometer to align 0 lines
Stage micrometer
Calibración del micrómetro ocular
A fin de medir las estructuras presentes en el campo
microscópico, se debe disponer de una escala de
medición apropiada en el ocular del microscopio. Antes
de usar la escala, es necesario calibrarla.
Instrucciones
1. Retire el ocular (10x u otro) del microscopio y coloque la
escala sobre el diafragma situado dentro del ocular. Atornille
de nuevo la lente y reinserte el ocular en el microscopio.
2. Coloque el micrómetro de platina sobre la platina del
microscopio y enfoque el objetivo en algún segmento de la
escala.
3. Ajuste el micrómetro de platina desplazándolo de manera
que la línea 0 del micrómetro ocular quede exactamente
sobre la línea 0 del micrómetro de platina.
4. Sin mover el micrómetro de platina, encuentre otro punto
en el extremo derecho donde coincidan con exactitud otras
dos líneas. Este segundo par de líneas superpuestas debe
estar lo más alejado posible hacia la derecha de la línea 0.
5. Cuente en el micrómetro ocular el número divisiones entre
la línea 0 y el punto donde se superpone el segundo par de
líneas. En el ejemplo de la figura adjunta, este número,
indicado por la flecha negra, equivale a 27 unidades del
ocular.
6. Cuente luego en el micrómetro de platina el número de
líneas divisorias de 0,1 mm entre la línea 0 y el segundo par
de líneas superpuestas; en la figura, este número indicado
por la flecha roja, equivale a 0,2 mm.
7. A fin de calcular la longitud representada por una unidad
del ocular: 1 unidad del ocular = (0,2 mm/27) × 1000
= 7,4 µm.
8. Por lo tanto, 1 unidad del ocular = 7,4 µm para este objeti-
vo específico. Cada objetivo del microscopio se debe calibrar
por separado.
9. Cuando se hayan calibrado todos los objetivos, prepare
un gráfico sencillo que indique el factor de calibración que
corresponde a cada uno de ellos.
Ajuste el micrómetro de platina para alinear las líneas 0
Escala del micrómetro
ocular
Escala del micrómetro
de platina

Ascaris lumbricoides Huevo fértil (izquierda) como se observa en las heces frescas; huevo infectante
(derecha), que contiene una larva después de un período de 2-4 semanas de desarrollo del embrión. Forma
redondeada, de color amarillo a pardo con una cubierta gruesa y una capa mamelonada. Tamaño: 45-75 x 35-40 µm
A. lumbricoides Huevos fértiles con o sin capa mamelonada
(huevos “decorticados”). Nótese el color más claro de los
huevos decorticados
A. lumbricoides Larva infectante salida de un huevo
roto
A. lumbricoides Los huevos infértiles son alargados y de mayor tamaño que los huevos fértiles, su cubierta es más
delgada y el tamaño de la capa mamelonada es más variable (izquierda). El contenido del huevo consiste en un
material desorganizado, compuesto por una masa amorfa de gránulos refringentes. En ocasiones estos huevos pueden
estar decorticados (derecha). Tamaño: 85-95 x 38‒45 μm
Trichuris trichiura - tricocéfalo Los huevos tienen forma de limón, color amarillo a pardo, cubierta
lisa y prominencias bipolares características (tapones). A la derecha, se puede ver un huevo infectante
que contiene una larva. Tamaño: 50-55 x 20-25 µm
T. trichiura Huevo de forma atípica
C. philippinensis Los huevos tienen forma
de limón, color amarillento, una cubierta
estriada y dos tapones polares mal definidos.
Tamaño: 35‒45 x 20-25 µm
Capillaria spp. Nótese la
forma asimétrica del huevo
Huevos de Ascaris (izquier-
da), Trichuris (arriba) y
Capillaria (derecha)
C. aerophila Los huevos son grisáceos, en
forma de limón con cubierta delgada y
tapones bipolares mal definidos. Tamaño:
59-80 x 30-40 µm
Lámina1
Nematodos

Concentración (sedimentación y flotación)
Estos métodos permiten la detección de elementos parasitarios (huevos, larvas, ooquistes y quistes) que pueden pasarse
por alto cuando solo se examina el frotis en preparación directa húmeda.
Concentración por sedimentación con formol-acetato de etilo
Este método facilita la recuperación de todos los quistes y los ooquistes de los protozoarios, los huevos y las larvas de
helmintos presentes en la muestra de heces; se recomienda esta técnica por ser la más fácil de realizar y la menos propensa
a errores técnicos, que permite recuperar la gama más amplia de elementos parasitarios. La muestra de heces puede estar
fresca o fijada. La preparación contendrá a menudo más residuos que los que se obtienen con la flotación y otros métodos.
Nota: No se recomienda esta técnica para los huevos de Fasciola spp. ni las larvas de Strongyloides stercoralis.
Concentración por flotación
La técnica de flotación permite separar los elementos parasitarios y los residuos orgánicos más gruesos, con una solución
de flotación de peso específico alto. Los huevos, los quistes y los ooquistes con un peso específico inferior a la solución de
flotación, ascenderán a la parte superior de la suspensión. La muestra de heces puede estar fresca o fijada. Las soluciones
de flotación que más se utilizan son la solución de sulfato de cinc y el cloruro de sodio (véase la lámina de introducción 3).
Método
1. Mezcle alrededor de 1 g de heces (tamaño de una avellana) con 10 ml de fijador
(SAF o formol al 5%‒10%) y deje reposar al menos durante 30 minutos.
2. Vierta la suspensión en un tubo cónico de 15 ml a través de un tamiz o de una capa
doble de gasa dispuesta en embudo pequeño y centrifugue a 500 g durante 10 minutos.
3. Retire el sobrenadante y desagregue el sedimento con un palillo de madera.
4. Agregue 7 ml de solución salina al sedimento, cierre el tubo con un tapón y mezcle.
5. Agregue 3 ml de acetato de etilo (gasolina o éter). Precaución: estos reactivos se
deben manejar con especial cuidado pues son muy volátiles y pueden estallar, cierre
el tubo con un tapón de caucho (compruebe que esté cerrado hermética- mente) y
agite vigorosamente durante 30 segundos.
6. Espere 15‒30 segundos y retire el tapón con cuidado.
7. Centrifugue a 500 g durante 3 minutos.
8. El contenido en el tubo se separará en cuatro capas, que comenzando del fondo
consisten en: el sedimento (contiene los elementos parasitarios), la solución salina, el
tapón de residuos fecales y la capa superior de acetato de etilo (éter o gasolina).
9. Despegue el tapón de residuos de la pared del tubo con la ayuda de un aplicador.
Vierta las tres capas superiores invirtiendo el tubo con un movimiento enérgico.
10. Mezcle el sedimento con el líquido restante (de ser necesario, agregue unas pocas
gotas de solución salina).
11. Deposite una gota del sedimento en un portaobjetos y cúbrala con un cubreobjetos.
Se puede agregar una preparación teñida con solución de Lugol en el mismo portaobjetos.
12. Examine en el microscopio.
Método
1. Agregue alrededor de 3 g de heces a 10 ml de formol 5%‒10 %, mezcle bien y deje
reposar al menos durante 30 minutos.
2. Filtre la suspensión a través de un tamiz o una capa de gasa doble, y viértala en un
tubo de ensayo cónico hasta cerca de 1 cm por debajo del borde.
3. Centrifugue durante 3 minutos a 1500 g y elimine el sobrenadante.
4. Suspenda de nuevo el sedimento en solución salina con una pipeta y repita luego el paso 3.
5. Suspenda de nuevo el sedimento en 10 ml de solución de flotación con una pipeta y
centrifugue durante 5 minutos a 800-1000 g.
6. Retire el tubo de la centrifugadora y agregue unas pocas gotas de solución de
flotación hasta que se forme un menisco.
7. Después de unos 10 minutos, recupere la parte superior del menisco, colocando una lámina
cubreobjetos sobre el mismo, luego colóquela hacia abajo sobre un portaobjetos y examine
en el microscopio.
Nota: Se pueden agregar unas pocas gotas de Lugol al portaobjetos con el fin de acen-
tuar los detalles morfológicos de los parásitos, por ejemplo, de los quistes de Giardia.
Lámina1
Concentración
Nota: Con esta técnica la concentración de los huevos pesados como los de Fasciola o los huevos infértiles de Ascaris
no es eficiente. Además, los huevos y los quistes tienden a perder su forma característica después de 40‒60 minutos.
Acetato de etilio
Residuos fecales
Solución salina
Sedimento
Menisco
Huevos/
quistes/
ooquistes
Solución de
flotación
Sedimento

Ancylostomatidae (Ancylostoma braziliense, A. caninum, A. duodenale, Necator
americanus) Los huevos no se pueden diferenciar al microscopio. Son ovoideos, amarillo-grisáceos y
tienen una cubierta delgada. En las heces frescas contienen una mórula de 4 a 6 células. Si se dejan a
temperatura ambiente unas pocas horas, el número de células aumentará (derecha). Tamaño: 60‒75 x
35‒40 µm
A. duodenale y N. americanus Cápsulas bucales de
parásitos adultos. Nótese la diferencia entre los dientes
afilados de A. duodenale y las placas cortantes semiluna-
res de N. americanus. Fijados en formol y aclarados con
alcohol al 70% y glicerina
Trichuris (izquierda) y Ancylostomatidae (derecha)
Huevos en el mismo campo microscópico. Obsérvese la
diferencia de tamaño
Trichostrongylus spp. (T. orientalis, T. colubriformis, T. axei) Los huevos son de forma
ovoide, con un extremo en punta, de color amarillo-grisáceo, pared delgada, muy semejantes a los
huevos de uncinaria pero un poco más grandes. La mórula del interior puede constar de un número
variable de blastómeros. Tamaño: 75-95 x 40‒50 µm
Strongyloides stercoralis Los huevos
son de forma ovoide, color grisáceo, pared
delgada y ya albergan una larva cuando pasan
a las heces, donde pueden verse ocasional-
mente. Tamaños: 50-58 x 30-34 µm
S. stercoralis Larva rabditiforme (L1) teñida con Lugol.
Nótese el primordio genital (flecha, a la izquierda). Primer
plano del extremo cefálico (a la derecha), nótese el
esófago rabditoide y un vestíbulo bucal corto. Tamaño:
180‒380 x 14-20 µm
S. stercoralis Larvas rabditiformes (L1) después de la
sedimentación de Baermann (a la izquierda, sin tinción) y
larvas filariformes (L3) en muestra de esputo (a la
derecha, tinción de Ziehl Neelsen)
E. vermicularis Hembra adulta; nótense las expansio-
nes cefálicas y la cola en punta afilada. Las hembras que
se adhieren al ano están llenas de huevos. El tamaño de la
hembra es 8-13 mm por 0,3-0,5 mm; el tamaño del
macho es 2,5 x 0,1-0,2 mm
Enterobius vermicularis - u oxiuro Los
huevos son de forma oval, asimétricos y
suelen contener una larva. A la derecha, los
huevos se recogieron con la técnica de la cinta
adhesiva. Tamaño: 50-60 µm por 20-30 µm
S. stercoralis Detalle del extremo caudal afilado de una
larva rabditiforme (L1), (a la izquierda, Lugol) y una larva
filariforme (L3) con una muesca en el extremo caudal (a la
derecha, sin tinción)
Lámina2
Nematodos

Técnica de McMaster
La técnica de McMaster se usa para identificar y cuantificar los elementos parasitarios por gramo de heces: huevos por
gramo (hpg), ooquistes por gramo (opg), quistes por gramo (qpg) y larvas por gramo (lpg). La muestra de heces puede
estar fresca o fijada. Esta prueba emplea un portaobjetos especial con una rejilla, que facilita el recuento.
Método sin centrifugación de la muestra
1. Homogenice la muestra de heces.
2. Pese 2 g de heces y dilúyalo en 28 ml de solución de flotación (véase la lámina de introducción 3).
3. Filtre la suspensión en un tamiz, tres veces.
4. Mezcle la suspensión vertiéndola de un vaso de precipitados a otro, diez veces.
5. Llene la primera cámara del portaobjetos McMaster con una pipeta. No deje nada de líquido en la pipeta, pues los
huevos ascienden rápidamente en el líquido de flotación.
6. Repita el paso 4 y llene la segunda cámara.
7. Espere 2 minutos.
8. Examine una cámara en el microscopio y multiplique por 100 el número de elementos parasitarios presentes en
una zona delineada. Otra opción consiste en examinar ambas cámaras y multiplicar por 50 a fin de obtener el
número de elementos parasitarios por gramo de heces: hpg, opg, qpg, lpg.
Nota: Al final del procedimiento, coloque la cámara en agua con jabón con desinfectante y luego limpie, enjuague y
seque.
Método con centrifugación de la muestra
1. Homogenice la muestra de heces.
2. Pese 2 g de heces en un vaso de precipitado sobre una balanza y dilúyalo en 28 ml de agua del grifo.
3. Filtre la suspensión en un colador de té o una capa doble de gasa.
4. Mezcle la suspensión vertiéndola de un vaso de precipitado a otro, diez veces, y llene un tubo de ensayo de 15 ml
hasta algunos centímetros debajo del borde.
5. Centrifugue a 1500 g durante 3 minutos.
6. Descarte el sobrenadante y llene el tubo hasta el nivel anterior con solución de flotación (véase la lámina de introducción 3).
7. Mezcle bien la suspensión con una pipeta y llene la primera cámara (“A”) del portaobjetos McMaster. No deje nada
de líquido en la pipeta, pues los huevos ascienden rápidamente en el líquido de flotación.
8. Repita el paso 7 y llene la segunda cámara (“B”).
9. Espere 2 minutos.
10. Examine una cámara en el microscopio y multiplique por 100 el número de elementos parasitarios presentes en
una zona delineada. Otra opción consiste en examinar ambas cámaras y multiplicar por 50 a fin de obtener el
número de elementos parasitarios por gramo de heces: hpg, opg, qpg, lpg.
Cuando no se cuenta con una centrifugadora, el procedimiento se puede llevar a cabo sin centrifugación, pero el examen
del portaobjetos puede ser más difícil debido a la mayor presencia de residuos.
Lámina2
Concentración
Concentración (flotación)
x 100
x 50
A B
Fig. 2
Fig. 1

Schistosoma mansoni Los huevos son alargados, de forma oval con una espícula lateral característica
que puede verse o no, según la posición del huevo. Un extremo polar es afilado y ligeramente curvo. Los
huevos son de color amarillo grisáceo, la pared es delgada y contienen un miracidio. A la derecha, huevo
calcificado. Tamaño: 114-180 x 45-70 µm
S. mansoni (en el centro) y Ancylostomatidae (arriba
y abajo). Obsérvense el tamaño diferente de los huevos en
el mismo campo microscópico. Tinción de Lugol
S. mekongi Los huevos son de forma casi esférica, semejantes a los huevos de S. japonicum pero más
pequeños. Presentan una espícula lateral discreta (flecha, a la izquierda) que no suele ser visible (a la
derecha). Los huevos son de color gris amarillento, su pared es más gruesa que la pared de los huevos de
otros esquistosomas. Contienen un miracidio. Tamaño: 50-80 x 40-65 µm
S. japonicum Los huevos son de forma redondeada, semejantes a los huevos de S. mansoni pero más
pequeños. Presentan una espícula lateral discreta (flecha). Los huevos son de color gris amarillento, la
pared es delgada y contienen un miracidio. A menudo, la orientación del huevo puede ocultar la espícula (a
la derecha). Tamaño: 70-100 x 55-64 µm
S. japonicum Los huevos son de forma alargada. La
espícula con frecuencia está oculta
S. intercalatum Los huevos tienen forma
romboidal a veces con una protuberancia
ecuatorial. Tienen una espina terminal
prominente, tienen paredes delgadas y
contienen un miracidio. Tamaño:104-203 µm
S. mansoni Adultos, la hembra delgada se aloja en el
canal ginecóforo del macho, que es más grueso. Los
adultos residen en los plexos venosos
S. haematobium Los huevos se encuentran
generalmente en la orina, pero en ocasiones
también se observan en las heces. Tamaño:
110-170 µm
S. mansoni Adultos, el macho es grueso y la hembra
más delgada
Lámina3
Trematodos

El Mini-FLOTAC es una evolución lógica del FLOTAC, que se desarrolló con el fin de obtener un diagnóstico multivalente
muy exacto, cualitativo y cuantitativo, de los elementos parasitarios (huevos, larvas, ooquistes y quistes) en muestras
fecales; esta técnica es especialmente adecuada en los entornos con recursos limitados. El Fill-FLOTAC, por el contrario,
es un sistema cerrado diseñado con el fin de facilitar la eficacia de los primeros cuatro pasos consecutivos de las técnicas
Mini-FLOTAC: obtención y pesado de la muestra, homogeneización, filtración de las muestras fecales y llenado de las
cámaras Mini-FLOTAC (www.parassitologia.unina.it/flotac/).
Método para muestras de heces frescas
1. Agregue 38 ml de solución de flotación (véase la lámina de introducción 3) (razón de dilución 1:20) al recipiente
Fill-FLOTAC (el Fill-FLOTAC tiene una escala graduada).
2. Homogenice con cuidado la muestra fecal, mezclándola con una espátula de madera, y llene luego el colector cónico
del Fill-FLOTAC (2 g de heces).
3. Cierre el Fill-FLOTAC y homogenice la suspensión fecal, bombeando el colector cónico hacia arriba y abajo en el
recipiente (10 veces), girando al mismo tiempo hacia la derecha y la izquierda.
4. Coloque la punta en el orificio lateral del Fill-FLOTAC. Invierta el Fill-FLOTAC cinco veces a fin de mezclar la muestra
y llene las cámaras de flotación del Mini-FLOTAC.
5. Después de 10 minutos, use la llave para girar el disco de lectura en el sentido de las agujas del reloj (cerca de 90°)
hasta que el disco se detenga, con el fin de separar los elementos parasitarios flotantes de los residuos fecales.
Retire la llave y examine el Mini-FLOTAC en el microscopio. El factor de multiplicación que se utiliza para obtener el
número de huevos, larvas, ooquistes y quistes por gramo de heces es 10.
Método para muestras de heces fijadas
1. Homogenice con cuidado la muestra fecal, mezclándola con una espátula de madera, y llene luego el colector cónico
del Fill-FLOTAC (2 g de heces).
2. Con el fin de fijar la muestra, agregue 2 ml de formol al 5% al recipiente Fill-FLOTAC.
3. Homogenice la suspensión fecal en el fijador, bombeando el colector cónico hacia arriba y abajo en el recipiente (10
veces), girando al mismo tiempo hacia la derecha y la izquierda. Para lograr un análisis muy exacto se pueden
almacenar las muestras a temperatura ambiente en formol al 5% durante 21 días.
4. A fin de facilitar el análisis de la muestra, agregue hasta 40 ml de solución de flotación (véase la lámina de
introducción 3) (razón de dilución 1:20) al recipiente Fill-FLOTAC (el Fill-FLOTAC tiene una escala graduada).
5. Homogenice la suspensión fecal bombeando el colector cónico hacia arriba y abajo en el recipiente (10 veces),
girando al mismo tiempo hacia la derecha y la izquierda.
6. Coloque la punta en el orificio lateral del Fill-FLOTAC. Invierta el Fill-FLOTAC cinco veces a fin de mezclar la muestra
y llene las dos cámaras de flotación del Mini-FLOTAC.
7. Después de 10 minutos, use la llave para girar el disco de lectura en el sentido de las agujas del reloj (cerca de
90°) hasta que el disco se detenga, con el fin de separar los elementos parasitarios flotantes de los residuos
fecales. Retire la llave y examine el Mini-FLOTAC en el microscopio. El factor de multiplicación que se utiliza para
obtener el número de huevos, larvas, ooquistes y quistes por gramo de heces es 10
Lámina3
Concentración
Concentración (flotación)
Técnicas Mini-FLOTAC
(A)
(B)
Sensibilidad analítica y factor de multiplicación =
10 HPG, LPG, OPG, QPG
(A)
(B)
Sensibilidad analítica y factor de multiplicación =
10 HPG, LPG, OPG, QPG

Fasciola hepatica Los huevos son de forma elipsoidal, color amarillento y pared delgada. Con
frecuencia no se percibe el opérculo. Los huevos no tienen embrión cuando pasan a las heces y no se
pueden diferenciar fácilmente de los huevos de Fasciolopsis buski, F. gigantica, Echinostoma spp. ni
Gastrodiscoides hominis. Tamaño: 130-145 x 70-90 µm
Clonorchis sinensis Los huevos son operculados y
contienen un miracidio. En el extremo opuesto al opérculo
en ocasiones se observa una protuberancia pequeña. Los
huevos de Opisthorchis y Metagonimus son muy similares
a los huevos de C. sinensis. Tamaño: 27-35 x 11-20 µm
Opisthorchis spp. Los huevos son operculados y
contienen un miracidio. En el extremo opuesto al opérculo,
huevos de Clonorchis y Metagonimus son muy similares a
los huevos de Opisthorchis. Tamaño: 26-30 x 11-15 µm
Metagonimus yokogawai Los huevos son opercula-
dos y contienen un miracidio. En el extremo del opérculo,
huevos de Clonorchis y Opisthorchis son muy similares a
los huevos de M. yokogawai. Tamaño: 26-30 x 15-20 µm
Paragonimus westermani Los huevos son
asimétricos en ocasiones, con un opérculo
prominente. Los huevos que se pueden encontrar
en el esputo y, en ocasiones, en las heces no
tienen embrión. Tamaño: 80-120 x 45-70 µm
Paragonimus uterobilateralis Los huevos
son de forma oval, generalmente más
pequeños y con un opérculo menos
prominente que el de los huevos de P.
westermani. Tamaño: 50-95 x 35-55 µm
Dicrocoelium dendriticum Los huevos son
de forma oval, asimétricos, de color pardo
oscuro, pared gruesa, operculados y contienen
un miracidio. Tamaño: 35-45 x 20-30 µm
De izquierda a derecha: adultos de C. sinensis, P. westermani, D. dendriticum, F. hepatica y
F. buski. Barra = 1 cm
F. hepatica Después de la flotación con solución de
sulfato de zinc el huevo se comprime y es difícil de
reconocer
F. hepatica Cercaria (a la izquierda) presente en medio acuático y
en etapa metacercaria infectante (a la derecha), enquistada en la
vegetación del agua
Lámina4
Trematodos

Esta técnica permite concentrar y detectar las larvas de Strongyloides spp. y los trofozoítos de Balantidium spp. en las
heces. El aparato de Baermann consiste en un embudo de vidrio (14 cm de diámetro) dotado de un tubo blando de
goma de 10 cm, cerrado en un extremo con una pinza.
Nota: Solo se pueden procesar las muestras fecales frescas sin fijación ni refrigeradas. Use siempre guantes durante
todos los procedimientos.
Método
1. Homogenice la muestra de heces; si las heces son muy duras, agregue unos mililitros de solución salina.
2. Recoja cerca de 10 g de heces (tamaño de un albaricoque o damasco) y colóquelos entre dos capas de gasa. En el
caso de heces diarreicas, coloque sobre la gasa un disco de papel de filtro de velocidad de flujo intermedio.
Asegúrese de que la gasa permanezca suspendida dentro el embudo con un palillo como un bajalenguas o colocán-
dola en el colador de té de acero.
3. Llene el embudo casi hasta el borde con agua tibia o solución salina.
4. Puede colocar una fuente de luz bajo el aparato de Baermann con el fin de acentuar la migración de larvas.
5. Después de 2‒3 horas, abra la pinza del extremo del tubo y transfiera alrededor de 10 ml del sedimento a un tubo
cónico.
6. Centrifugue el tubo a 500 g durante 10 minutos.*
7. Elimine el sobrenadante.
8. Transfiera unas pocas gotas del sedimento sobre un portaobjetos con una pipeta.
9. Antes de examinar el portaobjetos en el microscopio, se puede añadir una gota de solución yodada de Lugol para
teñir e inmovilizar las larvas
10. Examine en el microscopio con el objetivo 10x.
* Si no se cuenta con una centrifugadora, se puede transferir directamente una cantidad pequeña de sedimento sobre
un portaobjetos; si se quiere, con una gota de solución yodada de Lugol.
Lámina4
Concentración
Concentración (sedimentación)
Técnica de Baermann
Embudo de vidrio
Tubo de goma
blanda
Gaza
Soporte del
embudo
Ganchos
Bajalenguas
Dos posibilidades para el aparato de Baermann.
En la imagen de la izquierda, se usa un vaso de
sedimentación plástico; en este caso las larvas se
recuperan del fondo con una pipeta larga. En la
imagen de la derecha, se utiliza una jeringa de 50 ml
y un tubo de venoclisis.

Diphyllobothrium spp. Los adultos son de color marfil y miden hasta 10 m de largo y 1,5 cm de ancho. Los
proglótides grávidos maduras son más anchas que largas y presentan un útero característico en forma de roseta,
visible en el centro de cada proglótide. Los huevos abandonan la proglótide madura a través del poro genital y se
pueden ver en el examen microscópico de las heces. Sin tinción
T. solium Proglótides teñidas. Los adultos son de color
marfil, miden hasta 2-7 m largo. Proglótides teñidas
maduras son más largas que anchas y se caracterizan por
7‒13 ramas uterinas unilaterales. Las proglótides maduras
pasan a las heces. Tinción con carmín
T. saginata Proglótide teñida. Los adultos son de color
marfil y miden hasta 5 m de largo. Las proglótides maduras
son más largas que anchas y se caracterizan por 14‒32
ramas uterinas unilaterales. Las proglótides maduras salen
activamente de su hospedero. Tinción con carmín
Diphyllobothrium latum Los huevos son
operculados (punta de flecha), nunca tienen
embrión cuando pasan a las heces. En ocasiones se
observa una protuberancia pequeña en el extremo
opuesto al opérculo (flecha). Tamaño: 67-71 x 40-51 µm
Dipylidium caninum Tres proglótides sin tinción. Las
adultas son de color marfil, miden hasta 50 cm de largo
con proglótides características que semejan granos de
arroz
Hymenolepis nana Los huevos son de forma esférica a oval, de color gris, con una
membrana externa delgada. A la izquierda: preparación sin tinción; en el centro:
preparación de Lugol. En ocasiones se pueden observar dos espesamientos polares en
la membrana interna. Se pueden ver tres pares de ganchos dentro de la oncosfera.
Tamaño: 30-50 µm. Helminto adulto con escólex armado (a la derecha). Tamaño: 1,5-4,4 cm
Hymenolepis diminuta Los huevos son de forma esférica a oval, de color
gris amarillento, con una membrana externa de color más oscuro y, a veces,
estriada. Se pueden observar tres pares de ganchos dentro de la oncosfera. A la
izquierda: Huevo en preparación de Lugol; a la derecha: extremo cefálico del
adulto. Tamaño de los huevos: 70‒85 x 60-80 µm. Tamaño de los adultos: 20-60 cm
D. caninum Detalles de una proglótide madura (a la izquierda) donde pueden verse las cápsulas
ovígeras (centro) que contienen oncosferas con ganchos (derecha). Tamaño del huevo que contiene el
embrión hexacanto: 25-50 µm
Lámina5
Cestodos
Taenia spp. Los huevos tienen una cubierta radiada muy
gruesa (embrióforo), a veces rodeada por vitelo (flecha).
Se pueden observar tres pares de ganchos dentro de
la larva (oncosfera). Los huevos de las diferentes especies
de tenias no se pueden diferenciar. Tamaño: 30-35 µm

Cultivo de Harada Mori en tiras de papel de filtro
Método
1. Agregue solución salina a las heces sólidas o semisólidas hasta formar una
pasta homogénea.
2. Duplique aproximadamente el volumen de heces agregando carbón vegetal
granulado de madera noble y mezcle bien.*
3. De un disco de papel secante, corte una tira de 12 cm tan ancha como un tubo
de 15 ml.
4. Vierta 3‒4 ml de solución salina en un tubo de 15 ml.
5. Disperse la muestra de heces con una espátula de madera sobre 4‒5 cm en el
centro de la tira de papel y deje ambos extremos limpios (unos 4 cm a cada
lado).
6. Inserte la tira en el tubo y evite el contacto de las heces con la solución salina.
7. Corte el exceso de papel secante que sale del tubo y cierre este con un tapón o
un taco de algodón.
8. Almacene el tubo en una gradilla a 24‒28 °C durante 10 días y verifique cada
día que el nivel de solución salina no haya variado
9. Abra el tubo y elimine la tira de papel.
10. Transfiera la solución a un tubo nuevo con una pipeta y agregue 12 ml de formol
al 5%.
11. Después de 1 hora, centrifugue a 500 g durante 2 minutos y elimine el
sobrenadante.
12. Suspenda de nuevo el sedimento con una pipeta, transfiera una gota de la
solución sobre un portaobjetos, cúbrala con un cubreobjetos y examine en el
microscopio. Se puede agregar una gota de solución yodada de Lugol para
acentuar los detalles morfológicos.
Lámina5
Cultivo
Técnica de Koga en placa de agar
Método
1. Agregue solución salina a las heces sólidas o semisólidas hasta formar una
pasta homogénea.
2. Duplique aproximadamente el volumen de heces agregando carbón vegetal
granulado de madera noble y mezcle bien.*
3. Coloque unos 6-7 g de heces en el centro de la caja de Petri con agar medio
(agar 1,5%, extracto de carne de 0,5%, peptona 1,0% y NaCl 0,5%). No añada
más de 10 ml de medio por caja, a fin de obtener una capa delgada de medio.
4. Selle la placa con cinta adhesiva y consérvela en la oscuridad a 26‒33 °C
durante 48 horas. Para detectar anquilostomas, se debe prolongar el tiempo de
incubación a 7 días.
5. Examine la placa en un microscopio estereoscópico en busca de larvas o de sus
rastros en el medio. Si el examen es positivo, cubra el agar con formol al 5% y
déjelo reposar durante 30‒60 minutos.
6. Transfiera el líquido a un tubo con una pipeta, centrifugue a 500 g durante 2
minutos y elimine el sobrenadante.
7. Suspenda de nuevo el sedimento con una pipeta, transfiera una gota de la
solución sobre un portaobjetos, cúbrala con un cubreobjetos y examine en el
microscopio. Se puede agregar una gota de solución yodada de Lugol para
acentuar los detalles morfológicos.
Cultivo de nematodos en etapa larvaria
Estas técnicas se usan para identificar las infecciones por anquilostomas, S. stercoralis y Trichostrongylus spp.
Nota: Solo se pueden procesar las muestras fecales frescas sin fijación ni refrigeradas.
El cultivo en placa de agar se considera el método más eficiente para detectar larvas de S. stercoralis y debe ser la técnica
preferida, sobre todo en los pacientes inmunodeprimidos.
* Es posible no agregar carbón vegetal; sin embargo, su presencia aumenta la sensibilidad de la técnica.
* Es posible no agregar carbón vegetal; sin embargo, su presencia aumenta la sensibilidad de la técnica.
Papel
secante
Heces
Solución
salina

Schistosoma mansoni Los huevos se identifican fá-
cilmente por su tamaño y forma, y la presencia de una
espícula lateral. Preparación de Kato Katz
Taenia spp. y A. lumbricoides Dentro del huevo de
Taenia aún se pueden observar los ganchos. Preparación
de Kato Katz
Ancylostomidae Huevo que permaneció demasiado
tiempo en la preparación de Kato Katz antes del examen.
Se observa una burbuja de aire atrapada y el huevo ya
casi ha desaparecido
Ascaris lumbricoides en un frotis en capa gruesa de
Kato Katz, en proceso de aclaramiento. El aclaramiento
completo requiere algunos minutos más. Algunos huevos
están disimulados en el fondo
Lámina6
A. lumbricoides Dos huevos visibles en medio del aire
atrapado en el frotis. Preparación de Kato Katz
A. lumbricoides Huevo fecundo característico como
aparece en una preparación de Kato Katz
A. lumbricoides Huevo decorticado en una preparación
de Kato Katz
A. lumbricoides Huevo fértil (inferior) y huevo infértil
(superior) en una preparación de Kato Katz
Trichuris trichiura Los huevos en las preparaciones de
Kato Katz pueden parecer hinchados y de mayor tamaño
que los huevos de A. lumbricoides, con un contenido de-
generado. Las prominencias bipolares no siempre están
bien definidas
T. trichiura y huevo de A. lumbricoides en una pre-
paración de Kato Katz
Ancylostomidae Los huevos en preparaciones de Kato
Katz suelen ser casi redondos y cada vez más difíciles de
observar durante el proceso de aclaramiento
S. japonicum La espícula del huevo rara vez se ve y el
miracidio se pierde de vista rápidamente. El tamaño y el
espesor de la cubierta ayudan a identificar la especie.
Preparación de Kato Katz
Apariencia de algunos huevos de parásitos en una preparación de Kato Katz

Técnica de Kato Katz para las geohelmintiasis
Materiales y reactivos
1. Aplicadores (palillos) de madera.
2. Rejilla (acero inoxidable, nylon o plástico: malla de 60-105 µm) (fig. 1).
3. Plantilla (acero inoxidable, plástico o cartón) (fig. 1). Un agujero de 9 mm en
una plantilla de 1 mm de espesor suministra alrededor de 50 mg de heces; un
agujero de 6 mm en una plantilla de 1,5 mm de espesor, 41,7 mg; y un agujero
de 6,5 mm en una plantilla de 0,5 mm de espesor, 20 mg. Siempre se debe
utilizar el mismo tamaño de plantilla, a fin de que los datos de prevalencia e
intensidad sean comparables y reproducibles.
4. Espátula (plástico) (fig. 1).
5. Portaobjetos (75 x 25 mm).
6. Celofán hidrofílico (40-50 µm de espesor, tiras de 25 × 30 o 25 × 35 mm).
7. Frasco de fondo plano con tapa, pinzas y papel higiénico o absorbente.
8. Papel periódico.
9. Solución de glicerina y verde de malaquita (se agrega 1 ml de verde de
malaquita acuosa al 3% a 100 ml de glicerina y 100 ml de agua destilada, y se
mezcla bien). Esta solución se vierte sobre las tiras de celofán en un frasco y se
deja reposar como mínimo 24 horas antes de utilizarlas.
Lámina6
Kato-Katz
Método
1. Deposite una cantidad pequeña de la muestra fecal sobre un papel de periódico
y coloque encima la rejilla de nylon. Con una espátula, haga presión para que
las heces pasen a través de la rejilla (fig. 2).
2. Rotule un portaobjetos de vidrio con el número de la muestra y coloque una
plantilla con agujero en el centro de un portaobjetos. Llene a ras el agujero de
la plantilla con la materia fecal pasada por la rejilla, evite crear burbujas de aire
y elimine el exceso (fig. 3).
3. Levante la plantilla con cuidado y colóquela en un balde de agua mezclada con
detergente concentrado y desinfectante para que pueda utilizarse de nuevo.
4. Coloque sobre la muestra fecal una tira de celofán que haya estado en remojo
durante una noche en la solución de glicerol (fig. 4).
5. Invierta el portaobjetos (fig. 5) y apriete firmemente la muestra contra la tira
de celofán, sobre otro portaobjetos o una superficie dura lisa, con el fin de
extender las heces en un círculo (fig. 6).
6. Recoja de nuevo el portaobjetos, deslizándolo con suavidad hacia un lado para
que no se desprenda la tira de celofán o levántelo con cuidado. Coloque el
portaobjetos sobre la mesa con el celofán hacia arriba. El agua se evapora
mientras el glicerol aclara las heces. El aclaramiento ha terminado cuando es
posible leer la letra del periódico a través del frotis de heces (fig. 7).
7. Para todos los huevos, excepto los de anquilostoma, mantener el portaobjetos
durante una hora o más a temperatura ambiente a fin de aclarar la materia
fecal, antes de examinarlo en el microscopio. Se puede acelerar el aclaramiento
y el examen colocando el portaobjetos en una incubadora a 40 C° o
exponiéndolo a la luz solar directa durante varios minutos.
8. Los huevos de A. lumbricoides y T. trichiura permanecerán visibles y
reconocibles durante muchos meses. Los huevos de anquilostoma se aclaran
rápidamente y dejan de ser visibles al cabo de 30-60 minutos. Los huevos de
esquistosoma pueden reconocerse hasta varios meses después, pero es
preferible examinar las preparaciones en las primeras 24 horas.
9. El examen del frotis tiene que ser sistemático. Luego, multiplique por el factor
apropiado para obtener el número de huevos por gramo de heces (20 si la
plantilla es de 50 mg; 50 si la plantilla es de 20 mg; y 24 cuando la plantilla es
de 41,7 mg).
Frotis fecal grueso en celofán
La técnica de Kato Katz es el método de diagnóstico recomendado en el seguimiento de los programas de tratamiento en
gran escala ejecutados para el control de las geohelmintiasis, debido a su formato sencillo y su facilidad de uso en el
terreno. Otras técnicas posibles son la de McMaster y el FLOTAC.
Existen estuches de diagnóstico comerciales para uso inmediato en el terreno.
000
Abcd Efghi
000
Abcd
Efghi
Fig. 1
Fig. 2
Fig. 3
Fig. 4
Fig. 5
Fig. 6
Fig. 7
000
Abcd
Efghi

E. histolytica Trofozoíto hematófago que contiene
glóbulos rojos. Los trofozoítos suelen medir 15-20 µm
(entre 10-60 µm) y tienden a ser más alargados en las
heces diarreicas. Los glóbulos rojos fagocitados también
pueden estar presentes en E. dispar
Entamoeba histolytica/E. dispar Quiste
inmaduro, mononucleado, sin tinción. Tamaño:
12-15 µm
E. histolytica/E. dispar Quistes inmaduros, mononu-
cleados con vacuola de glucógeno. Tinción de hematoxilina
férrica de Kinyoun
E. histolytica/E. dispar Quiste inmaduro, binucleado.
Nótese que los quistes maduros tienen 4 núcleos. Lugol
E. histolytica Trofozoíto hematófago con un núcleo
característico y cariosoma compacto pequeño, central; la
cromatina periférica se distribuye de manera homogénea
en la membrana nuclear y se observan muchos glóbulos
rojos ingeridos. Tinción de hematoxilina férrica de Kinyoun
E. histolytica/E. dispar Trofozoíto y quiste de
Giardia duodenalis (tamaño: 8-14 x 6-10 µm), con
tinción de hematoxilina férrica de Kinyoun. Los quistes y
los trofozoítos no hematófagos de E. histolytica y E. dispar
no se pueden distinguir al microscopio
E. hartmanni Trofozoítos con tinción de hematoxilina férrica de Kinyoun. Tamaño: 5-15 µm
E. coli Quistes maduros. Lugol. Tamaño: 10-35 μm
E. coli Quistes maduros con más de 4 núcleos
visibles. Izquierda: sin tinción; derecha: Lugol
E. coli Trofozoítos con tinción de hematoxilina férrica de
Kinyoun. Nótese el cariosoma central más denso, en
comparación con el cariosoma de los trofozoítos de E.
histolytica/E. dispar. Tamaño: 15-50 μm
E. hartmanni Los quistes son semejantes a
los quistes de E. histolytica, pero más pequeños
(entre 5-10 µm); esta es una característica
fundamental para el diagnóstico diferencial.
Lugol
Lámina7
Protozoosamebas

Estos métodos se utilizan principalmente para detectar trofozoítos y larvas móviles, glóbulos rojos, leucocitos, cristales
de Charcot‒Leyden (preparación salina) y quistes de protozoos (preparación yodada, Lugol). Cuando se examinan
heces diarreicas o líquidas que contienen moco, se deben utilizar ambas preparaciones con la parte mucosa de las
heces.
Método
1. Deposite una gota de solución salina en el lado izquierdo del portaobjetos y una gota de solución yodada de Lugol
(véase la lámina 3) en el lado derecho del mismo (fig. 1).
2. Tome cerca de 2 mg de muestra fecal (la cantidad recogida con el extremo de un aplicador) y emulsione bien las
heces en la gota de solución salina (fig. 2).
3. Repita el paso y agregue una cantidad equivalente de muestra a la gota yodada (use aplicadores diferentes para
cada gota). El yodo inactivará todo organismo presente; por lo tanto, no se observará motilidad.
4. Coloque un cubreobjetos sobre cada suspensión, apoyándolo primero sobre el borde de la gota y luego adosándolo
con cuidado al portaobjetos para no crear ninguna burbuja de aire.
5. Examine en el microscopio.
Lámina7
Frotisdirectos
Frotis fecales directos
Preparaciones microscópicas frescas en solución salina y solución
yodada
Tinción negativa de Heine
Esta preparación temporal es útil para el tamizaje rápido de Cryptosporidium spp. Las muestras dudosas o equívocas se
pueden confirmar con la tinción de Ziehl Neelsen modificada.
Método
1. Deposite dos gotas de heces diarreicas o blandas sobre un portaobjetos.
2. Agregue dos gotas de carbol fucsina y mezcle bien.
3. Extienda de manera homogénea el material, deslizando un segundo portaobjetos sobre el primero, hasta obtener un
frotis delgado.
4. Deje secar el portaobjetos al aire.
5. Cuando esté seco, deposite de inmediato dos gotas de aceite de inmersión sobre la preparación y cubra con un
cubreobjetos.
6. Examine con el objetivo 40x y descienda (levemente) la posición del condensador.
Nota: Los portaobjetos se tienen que examinar de inmediato, pues los ooquistes se deterioran rápidamente. Los
ooquistes aparecerán como estructuras sumamente refringentes sin coloración, sobre un fondo de color rosado.
000
Abcd
Efghi
000
Abcd
Efghi
000
Abcd
Efghi
000
Abcd
Efghi
Fig. 1 Fig.2

Endolimax nana Quistes. A la izquierda, con
cuatro núcleos, cada uno ocupado en su mayor
parte por un cariosoma grande, que aparece
refringente al examen microscópico directo, sin
tinción; a la derecha, Lugol. Tamaño: 5-10 µm
Iodamoeba bütschlii Quiste sin tinción
(izquierda), la vacuola de glucógeno es
apenas visible; quistes con vacuolas de tinción
oscura, muy visibles (derecha). Lugol.
Tamaño: 5-20 µm
E. nana Quiste. Se observan tres de los cuatro núcleos.
Tinción de hematoxilina férrica de Kinyoun
E. nana Trofozoíto que presenta un núcleo grande con
cariosoma redondo. En forma característica, la membrana
nuclear carece de cromatina periférica. Tinción de
hematoxilina férrica de Kinyoun. Tamaño: 6-12 µm
E. polecki Quiste mononucleado. Tinción tricrómica. E.
polecki es junto con E. moshkovskii y E. bangladeshi,
morfológicamente idéntico a E. histolytica/E. dispar
Entamoeba gingivalis Trofozoíto. El núcleo excéntrico
contiene un cariosoma punteado y fino con cromatina
periférica de distribución homogénea. Muchas vacuolas
endocíticas están presentes en el citoplasma. Tinción de
hematoxilina férrica de Kinyoun. Tamaño: 10-20 µm
Enteromonas hominis Los quistes son
semejantes a los de E. nana, pero binucleados.
Tinción tricrómica. Tamaño: 6-8 x 3-4 μm
I. bütschlii Quistes; nótese el núcleo único y la vacuola
de glucógeno; tinción de hematoxilina férrica de Kinyoun
I. bütschlii Trofozoíto, sin tinción. Tamaño: 8-20 µm
E. polecki Trofozoíto. Tinción tricrómica. E. polecki es
junto con E. moshkovskii y E. bangladeshi, morfoló-
gicamente idéntico a E. histolytica/E. dispar. Tamaño:
10-25 µm
Entamoeba polecki Quiste mononucleado.
Tinción tricrómica. E. polecki es, junto con E.
moshkovskii y E. bangladeshi, morfológicamente
idéntico a E. histolytica/E. dispar. Tamaño:
9-25 µm
Lámina8
Protozoosamebas
E. hominis Trofozoíto y quiste (a la izquierda). Los
cuatro flagelos de los trofozoítos son apenas visibles. El
quiste maduro contiene normalmente cuatro núcleos, dos
en cada extremo (a la derecha). Tinción de hematoxilina
férrica de Kinyoun. Tamaño de los trofozoítos: 3-6 μm

Métodos de tinción para protozoos en las heces
En la lámina 7 se indica cómo se emplea la solución yodada de Lugol para teñir las preparaciones en fresco de muestras
fecales recientes o conservadas en formol. A continuación se exponen algunos métodos de tinción permanente de los
frotis preparados con material fecal fresco o con conservante.
Tinciones permanentes para frotis fecales
Todas las soluciones deben almacenarse en botellas limpias, rotuladas y con fecha.
Tinción tricrómica
Tinción excelente para las heces frescas, sin conservante. Los resultados no son satisfactorios en materiales conserva-
dos con SAF o formol.
Preparación
En un matraz limpio agregue 10 ml de ácido acético glacial a 6 g de cromotropo 2R, 3 g de verde claro SF y 7 g de
ácido fosfotúngstico. Agítelo para mezclar y deje reposar durante 30 minutos. Agregue 1000 ml de agua destilada y
mezcle bien; la tinción debe tener un color violeta oscuro. Guárdelo en una botella con tapón de cristal; la tinción es
estable y se usa sin diluir.
Método de tinción
Sumerja las preparaciones fijadas en alcohol al 70% durante 2 minutos. Agregue solución yodada de Lugol diluida al
etanol al 70% hasta obtener un color de té cargado: mantenga los portaobjetos en la solución durante 5 minutos. Lave
dos veces los portaobjetos con alcohol al 70%. Tiña las preparaciones con coloración tricrómica sin diluir durante 10
minutos. Retire las preparaciones, séquelas bien y colóquelas en alcohol acidificado al 90% (se prepara añadiendo 4,5
ml de ácido acético glacial a 1 l de etanol al 90%) durante 2-3 segundos. Sumerja las preparaciones en alcohol al 95%
para enjuagarlas y deshidrátelas luego en etanol al 100% y xileno o en la mezcla carbol xileno. Cubra el frotis con un
cubreobjetos, usando medio de montaje de resina.
Tinción de hematoxilina férrica
Tinción excelente para las heces frescas y sin conservante, y para los frotis conservados en SAF (acetato sódico-ácido acétic-
o-formol) y formol.
Preparación
Solución madre A: disuelva 1 g de cristales de hematoxilina en 100 ml de alcohol al 95%; deje reposar la solución a la
luz del día durante una semana y luego fíltrela. Solución madre B: mezcle 1 g de sulfato ferroso de amonio, 1 g de
sulfato férrico amónico y 1 ml de ácido clorhídrico en 97 ml de agua destilada. Prepare una solución de trabajo
mezclando 25 ml de la solución madre A con 25 ml de la solución B; prepare al menos 3-4 horas antes de la tinción.
Prepare una solución de ácido pícrico para decolorar, agregando 25 ml de ácido pícrico acuoso saturado a 25 ml de
agua destilada.
Método de tinción
Sumerja los portaobjetos en alcohol al 70% durante 5 minutos; en alcohol al 50% durante 2 minutos; en agua del
grifo 5 minutos; en solución de trabajo de tinción de hematoxilina durante 10 minutos; en agua destilada durante 1
minuto; en solución de ácido pícrico durante 1 minuto; en agua del grifo dejándola correr durante 10 minutos; en
alcohol al 70% que contiene una gota de amoníaco durante 5 minutos; y en alcohol al 95% durante 5 minutos.
Deshidrate con etanol al 100% y xileno o con la mezcla carbol xileno. Cubra el frotis con un cubreobjetos, usando
medio de montaje de resina.
Técnica de Ziehl Neelsen modificada (tinción acidorresistente)
Para la detección de Cryptosporidium, Cyclospora y otras coccidiosis.
Reactivos
Etanol al 50%: agregue 50 ml de etanol absoluto a 50 ml de agua destilada.
Carbol fucsina, solución A: disuelva 4 g de fucsina básica en 20 ml de etanol al 95%. Solución B: disuelva 8 g de
cristales de fenol en 100 ml de agua destilada. Mezcle las soluciones A y B.
Ácido sulfúrico al 1%: agregue 1 ml de ácido sulfúrico concentrado a 99 ml de agua destilada.
Azul de metileno alcalino: disuelva 0,3 g de azul de metileno en 30 ml de etanol al 95%. Agregue 100 ml de
hidróxido de potasio diluido (0,01%).
Almacene todas las soluciones a temperatura ambiente. Son estables durante un año. Importante: indique la fecha de
caducidad en la etiqueta.
Método
Prepare un frotis fino de heces en un portaobjetos transparente y seco. Deje secar. Fije con metanol absoluto durante
30 segundos. Deje secar. Tiña el frotis con carbol fucsina durante 5 minutos. Enjuague durante 3-5 segundos con
etanol al 50%. Enjuague con agua del grifo. Decolore con ácido sulfúrico al 1% hasta que el flujo pierda el color rosado
(1-2 minutos, según el espesor de la preparación). Enjuague con agua del grifo y escurra. Tiña con azul de metileno
durante 1 minuto. Enjuague, deje secar y examine utilizando aceite de inmersión.
Nota: Esta técnica no se recomienda para los huevos de Fasciola spp. ni las larvas de Strongyloides stercoralis.
Lámina8
Tinción

Chilomastix mesnili Quiste, con forma
característica de pera. A la izquierda: sin
tinción. A la derecha: quistes, en Lugol. Contor-
no impreciso de los núcleos y el citostoma.
Tamaño: 7-9 µm
Giardia duodenalis A la izquierda: quistes
sin tinción. A la derecha: quistes y trofozoíto
(flecha). Lugol. Tamaño: 8-12 x 7-10 µm
C. mesnili Trofozoíto con tres flagelos libres, núcleo y
citostoma de contorno impreciso en el extremo anterior.
Lugol. Tamaño: 12-20 x 5-6 µm
C. mesnili A la izquierda, trofozoítos y quiste, sin tinción.
A la derecha: trofozoítos, tinción de hematoxilina férrica
de Kinyoun
G. duodenalis Quistes. Se pueden observar tres de los
cuatro núcleos presentes, los axonemas que dividen el
quiste (a la izquierda) y algunos fragmentos del disco
(flecha, a la derecha). Tinción de hematoxilina férrica de
Kinyoun
G. duodenalis Trofozoítos. A la izquierda:
tinción de hematoxilina férrica de Kinyoun. A la
derecha: la tinción de Giemsa define con
precisión los cuatro pares de flagelos y dos
núcleos grandes. Tamaño: 10-20 µm
Dientamoeba fragilis Trofozoítos, en Lugol. Aparecen como
cuerpos refringentes polimorfos, por lo cual se pueden interpretar
erróneamente como artefactos (sobre todo leucocitos). Además,
es necesario diferenciar morfológicamente los trofozoítos de otras
amebas pequeñas no patogénicas. Tamaño: 5-15 µm
D. fragilis Trofozoítos binucleados con morfología
diferente. En D. fragilis la forma quística es difícil de
identificar. Tinción de hematoxilina férrica de Kinyoun.
D. fragilis Trofozoíto mononucleado. Los cariosomas
fragmentados se observan sin dificultad. Tinción de
hematoxilina férrica de Kinyoun
B. coli a la izquierda, sin tinción; a la derecha, Lugol. En
ambos organismos, los cilios son visibles en la superficie,
el citostoma en el extremo anterior (punta de flecha) y el
citopigio hacia el extremo posterior (flecha). Tamaño:
40-200 x 40-70 µm
B. coli trofozoíto y huevo de Trichuris trichiura. Sin
tinción
Balantidium coli Izquierda: quiste con
macronúcleo en forma de herradura poco
visible, sin tinción. Derecha: enfocado en la
superficie para poner en evidencia los elemen-
tos ciliares (flecha). Tamaño: 50-70 µm
Lámina9
Potozoosflagelados
ciliados

Clave para la identificación de trofozoítos amebianos en
preparaciones teñidas
Lámina9
Clave
Llave para l'identificazione dei trofozoitos dei flagelados
intestinales en frotis teñidos
.
histolytica/E. dispar
Trofozoitos con 1 núcleo
con cromatina
nuclear periférica
cromatina periférica gruesa e
irregular; voluminoso cariosoma;
citoplasma “sucio” con
gránulos gruesos; bacterias
y levaduras ingeridas,
pero no hematíes
variación: 10-50 µm
usual: 20-25 µm
usual: 15-20 µm
cromarina periférica fina y bien
repartida; pequeño cariosoma;
citoplasma finamente granuloso
contiene bacterias y
leucocitos pero no
hematíes
no contiene
hematíes
hematíes presentes
o ausentes; las formas
no invasivas pueden
contener bacterias
variación: 15-60 µm (comensales)
usual: 15-20 µm
usual: 10-20 µm
usual: 8-10 µm
tamaño 20 µm (invasiva)
sin cromarina
nuclear periférica
núcleo con cariosoma
grande; a veces,
gránulos acromáticos
núcleo con
cariosoma grande
e irregular
usual: 8-10 µm
usual: 12-15 µm
Trofozoito
sin flagelos
extemos
2 núcleos en más
del 50% de los
trofozoítos
con 2 o más
flagelos
2 flagelos;
1 núcleo
4 flagelos;
1 núcleo
5 o más flagelos;
1 o 2 núcleos
usual: 9-12 µm
variación: 4-9 µm
usual: 5-7 µm
sin citostoma con citostoma
usual: 7-9 µm
usual: 10-12 µm
4 pares de flagelos;
2 núcleos; sin
membrana
ondulante ni
axostilo
5 flagelos;
1 núcleo; con
membrana
ondulante y axostilo;
sin corpúscolos
medianos
usual: 10-12 µm
usual: 12-15 µm
Nota: Dientamoeba fragilis y Pentatrichomonas hominis no tienen una etapa de quiste

Cyclospora cayetanensis Ooquistes no esporula-
dos. Miden 8-10 µm, son redondos, tienen aspecto
refringente en los frotis frescos, la pared del ooquiste
está bien delimitada y su contenido es granulado
uniforme. Izquierda: sin tinción; derecha: Lugol
Cryptosporidium spp. Ooquistes en un
frotis fijado en formol. Su tamaño pequeño (4-6
µm) y el gránulo dentro de los ooquistes son
características útiles para el diagnóstico
C. cayetanensis Ooquiste no esporulado, técnica de
tinción negativa de Heine
Cryptosporidium spp. Ooquistes, técnica de tinción
negativa de Heine. Izquierda: aparecen tres ooquistes sin
tinción, sumamente refringentes, con estructuras internas
poco visibles. Derecha: un ooquiste visible (flecha) y dos
artefactos
Cystoisospora belli Ooquistes. A la
izquierda: no esporulados; a la derecha:
esporulados con cuatro esporozoítos en cada
uno de los dos esporoquistes. Sin tinción.
Tamaño: 20-33 x 10-19 µm
Sarcocystis spp. Los ooquistes esporulados se pueden
romper fácilmente y liberar esporoquistes, como este.
Técnica de tinción negativa de Heine
Blastocystis sp. Dos formas vacuolares caracterizadas por
un órgano central grande y un anillo de citoplasma que
contiene los núcleos y otros organelos celulares. A la izquierda:
Lugol; a la derecha: tinción de hematoxilina férrica de Kinyoun.
Su poder patogénico aún no está claro. Tamaño: 5-30 µm
Sarcocystis spp. A la izquierda: ooquiste con
dos esporoquistes, Lugol. A la derecha:
esporoquiste, morfología encontrada con mayor
frecuencia. Sin tinción. Tamaño de los ooquistes:
15-20 μm. Tamaño de los esporoquistes: 10 μm
C. cayetanensis Ooquistes no esporulados. A la
izquierda: Tinción de hematoxilina férrica de Kinyoun. A la
derecha: Tinción de Ziehl-Neelsen
C. belli Ooquiste no esporulado. Tinción de hematoxilina
férrica de Kinyoun
C. belli A la izquierda, ooquiste, junto con ooquiste de
Cryptosporidium, tinción tricrómica. Ocasionalmente
puede ocurrir una infección mixta, como esta, observada
en un paciente viviendo con SIDA. A la derecha:
ooquistes, tinción de Ziehl-Neelsen modificada
Lámina10
Protozoosamoebae
coccidios
blastocystis
Cryptosporidium spp. Ooquiste. A la izquierda: dos
ooquistes en las heces, tinción de Ziehl Neelsen. A la
derecha: dos ooquistes obtenidos del esputo, tinción de
Ziehl-Neelsen

histolytica/E.
dispar
Quistes
flagelados;
con
fibrillas
o
flagelos
intraquístico
forma
de
pera;
1
núcleo
forma
de
limón;
1
núcleo
quiste
ovla;
pared
gruesa
variación:
4-9
µm
usual:
4-7
µm
variación:
6-10
µm
usual:
7-9
µm
2-4
núcleos
en
un
extremo;
con
corpúsculos
medianos
1-4
núcleos
(generalmente
2);
sin
corpúsculos
medianos
variación:
4-10
µm
usual:
6-8
µm
variación:
8-19
µm
usual:
10-12
µm
amebas;
sin
fibrillas
ni
flagelos
intraquístico
ausencia
de
cromatina
nuclear
periférica
presencia
de
cromatina
nuclear
périferica
4
núcleos;
voluminosos
cariosomas;
glucógeno
difuso
1
núcleo;
voluminoso
cariosoma;
gran
vacula
de
glucógeno
variación:
5-20
µm
usual:
10-12
µm
variación:
5-10
µm
usual:
6-8
µm
tamaño
10
µm
tamaño
10-15
µm
tamaño
15-30
µm
1,
2,
ó
4
núcleos;
a
menudo
glucógeno
presente;
corpúsculos
cromatoides
en
racimo
variación:
5-10
µm
usual:
6-8
µm
(quistes
inmaduros)
2
ó
4
núcleos;
masa
de
glucógeno
a
menudo
presente;
corpúsculos
cromatoides
con
extremos
astillados
5
ó
más
núcleos;
corpúsculos
cromatoides
con
extremos
astillados
quistes
inmaduros
variación:
10-35
µm
usual:
15-25
µm
quistes
inmaduros
variación:
10-35
µm
usual:
15-25
µm
1,
2
ó
4
núcleos;
masa
de
glucógeno
a
menudo
presente;
cuerpos
cromatoides
con
extremos
redondeados
4
núcleos;
cuerpos
cromatoides
con
extremos
redondeados
1
núcleo;
muchos
corpúsculos
cromatoides
y/o
masa
de
inclusiòn
variación:
9-18
µm
usual:
11-15
µm
variación:
10-20
µm
usual:
12-15
µm
(quistes
inmaduros)
(quistes
maduros)
Clave para la identificación de los quistes de las amebas y
los flagelados intestinales en frotis teñidos
Lámina10
Clave

Tricomas de plantas: se pueden confundir con larvas
de parásitos. Nótese su apariencia usualmente recta y un
tallo central sin estructuras. Un extremo suele estar
disgregado
Material vegetal: en las heces se encuentra con frecuencia material vegetal, que en ocasiones presenta gran
semejanza con los elementos parasitarios. Puede imitar por ejemplo, los huevos de Himenolepis nana (a la izquierda,
nótese la ausencia de los ganchos característicos al interior) o los huevos de Taenia (a la derecha, nótese la ausencia
de ganchos al interior)
Leucocitos polimorfonucleares: se observan en conglome-
rados en el frotis con tinción tricrómica. Aunque se pueden
interpretar erróneamente como amebas, el tamaño relativamen-
te grande de los núcleos con respecto al citoplasma de la célula
y su estructura indican que se trata de células inflamatorias
Ascosporos: son esporas de ascomicetos, un tipo de hongos de los cuales algunos son comestibles (por ejemplo, las
setas de morel). Debido a su tamaño y forma oval se pueden confundir con Giardia duodenalis. Nótese la ausencia de
las estructuras internas características
Heterodera spp. o Meloidogyne spp. son nematodos
parasitarios de las plantas. Sus huevos pueden
confundirse con los huevos de uncinaria pero suelen ser
más grandes y en forma de frijol. En ocasiones se ha
formado una larva en su interior
Huevos de Acarina: pueden asemejarse a los huevos
de anquilostoma. Su tamaño, sin embargo, siempre
supera los 100 µm. Suelen estar completamente llenos. En
ocasiones se pueden distinguir en su interior las
estructuras características (por ejemplo, patas)
Células epiteliales Lugol
Lámina11
Artefactos
Cristales de Charcot Leyden: tienen una apariencia característica de “agujas de brújula” (a la izquierda). Son
producto de la degradación de los leucocitos eosinófilos y se debe informar su presencia. No se deben confundir con los
cristales que se producen en las heces por algunos tipos de frutas (a la derecha)
Oligoquetos (o lombrices de tierra): a veces se
confunden con Ascaris adultos (o inmaduros). Los
oligoquetos tendrán cerdas pequeñas, que se visualizan
con una lupa binocular (superior) o mediante el examen de
un fragmento de su piel al microscopio (inferior)

Esta técnica se utiliza con el fin de detectar huevos de Schistosoma hematobios. Ocasionalmente, también se pueden
detectar los trofozoítos de Trichomonas vaginalis y las microfilarias de Onchocerca volvulus o Wuchereria bancrofti.
Las tiras para evaluar la microhematuria y los estuches para la concentración y la filtración de los huevos están
comercializadas.
Nota: En el diagnóstico de la esquistosomiasis tiene que usarse para la concentración la orina de la última parte de la
micción recogida idealmente entre las 10:00 y las 14:00 horas, que contiene la concentración más alta de huevos. Es
necesario examinar las muestras cuanto antes después de la recogida, pues los huevos pueden hacer eclosión y son más
difíciles de identificar o reconocer (conservar la orina en la oscuridad hasta el examen puede retardar la eclosión).
Además, durante el almacenamiento de la orina se pueden formar cristales, que hacen más difícil un diagnóstico correcto.
Método
1. Mezcle bien la muestra de orina con una jeringuilla y llene dos tubos cónicos de 15 ml.
2. Centrifugue los tubos a 2000 g durante 2 minutos. También se pueden dejar sedimentar las muestras durante una
hora.
3. Elimine el sobrenadante invirtiendo los tubos.
4. Deposite unas pocas gotas de sedimento sobre un portaobjetos y cúbralas luego con un cubreobjetos.
5. Examine en el microscopio con el objetivo 10x.
Lámina11
Otrastécnicas
Otras técnicas parasitológicas
Sedimentación de la orina para diagnosticar la esquistosomiasis
Filtración de la orina
Se considera el “método de referencia” en el diagnóstico de la esquistosomiasis urinaria, pero el estuche para filtración
de la orina exige técnicos de laboratorio capacitados y equipo adecuado.
Método
1. Desenrosque el soporte del filtro y coloque con cuidado un filtro en su interior; asegúrese de haberlo colocado en la
posición correcta antes de ensamblar de nuevo la unidad.
2. Agite y mezcle la orina antes de recoger una muestra de 10 ml en la jeringuilla y luego ensamble el soporte del
filtro.
3. Sujete la jeringa y la unidad en posición vertical, y empuje el émbolo hacia abajo a fin de expulsar toda la orina a
través del filtro para que salga a una cubeta.
4. Retire con cuidado la jeringuilla de la unidad de filtración. Aspire aire con la jeringuilla, ajústela de nuevo a la unidad
de filtración y expulse el aire. Esto es importante porque permite eliminar la orina restante y garantiza que los
huevos, de estar presentes, se peguen bien al filtro.
5. Desenrosque la unidad y retire el filtro y colóquelo sobre un portaobjetos (lado superior hacia arriba).
6. Agregue una gota de solución yodada de Lugol y espere 15 segundos para que la tinción penetre en los huevos.
Esto facilita la visualización de los huevos.
7. Examine de inmediato todo el filtro con un microscopio en campo de poco aumento (objetivo 4x). Los huevos de
esquistosoma se pueden ver claramente porque se tiñen de color naranja. Se registra el grado de infestación como
el número de huevos por 10 ml de orina.
Prueba de la cinta adhesiva
Esta técnica se denomina también de la “cinta transparente” y es el método preferido para detectar los huevos y, en
ocasiones, las hembras adultas de Enterobius vermicularis (oxiuro). Se debe realizar en la mañana antes de que el
paciente vaya al baño o se bañe.
Método
1. Enrolle la cinta (lado adhesivo hacia afuera) sobre un bajalenguas de madera, haga presión firmemente con la cinta
sobre los pliegues perianales derecho e izquierdo. Todo oxiuro o huevo de oxiuro presente en la piel se adherirá a la
cinta.
2. Presione el lado adhesivo de la cinta sobre un portaobjetos y con un microscopio busque los oxiuros o los huevos de
oxiuro.

Schistosoma intercalatum Lámina 3
Schistosoma mekongi Lámina 3 Schistosoma japonicum Lámina 3
Schistosoma mansoni Lámina 3
Strongyloides stercoralis Lámina 2
Trichostrongylus spp. Lámina 2
Ancylostomidae Lámina 2
Capillaria philippinensis Lámina 1
Trichuris trichiura Lámina 1
Ascaris lumbricoides Lámina 1
Huevos similares a Clonorchis Lámina 4
Schistosoma haematobium Lámina 3
Paragominus spp. Lámina 4 Dicrocoelium dendriticum Lámina 4 Fasciola hepatica Lámina 4
Enterobius vermicularis Lámina 2
Diphyllobothrium latum Lámina 5
Taenia spp. Lámina 5 Hymenolepis diminuta Lámina 5
Hymenolepis nana Lámina 5
Capillaria aerophila Lámina 1
Lámina 12 Helmintos: panorama visual
Dipylidium caninum Lámina 5
100µm

Lámina 12 Protozoos: panorama visual
Entamoeba histolytica/E. dispar Lámina
7 Izquierda: quiste; derecha: trofozoíto
Entamoeba hartmanni Lámina 7
Izquierda: quiste; derecha: trofozoíto
Entamoeba coli Lámina 7
Iodamoeba bütschlii Lámina 8
Endolimax nana Lámina 8
Entamoeba polecki Lámina 8
Entamoeba gingivalis Lámina 8
Trofozoíto
Enteromonas hominis Lámina 8 Giardia duodenalis Lámina 9
Chilomastix mesnili Lámina 9
Dientamoeba fragilis Lámina 9
Trofozoíto
Balantidium coli Lámina 9 Izquierda: quiste; derecha: trofozoíto
Cryptosporidium spp. Lámina 10
Cyclospora cayetanensis Lámina 10
Ooquistes no esporulados
Cystoisospora belli Lámina 10
Ooquistes no esporulados
Sarcocystis spp. Lámina 10 Izquierda:
ooquistes; derecha: esporoquistes
Blastocystis sp. Lámina 10
Cryptosporidium spp. Lámina 10
100µm

Técnica de baermann

Más contenido relacionado

La actualidad más candente (20)

Similar a Técnica de baermann (20)

Último (20)

Técnica de baermann