These d filopon

Université Joseph Fourier - Grenoble I
Sciences et Géographie
THESE
Soutenue publiquement par
Didier FILOPON
le 21 décembre 2005
pour obtenir le grade de
DOCTEUR DE L’UNIVERSITE JOSEPH FOURIER – GRENOBLE I
Discipline : Virologie, Microbiologie, Immunologie
- - - - - - -- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
Mécanismes de régulation impliqués dans la pathogénicité
de Pseudomonas aeruginosa : Système de Sécrétion de
Type III, Epigénèse et Quorum Sensing
- - - - - - -- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
Composition du Jury
Professeur D. Schneider Président
Professeur B. Guery Rapporteur
Docteur A. Filloux Rapporteur
Professeur D. Haas Examinateur
Professeur J. Guespin-Michel Co-directeur de thèse
Professeur B Polack Co-directeur de thèse
Thèse préparée au Groupe de Recherche et d’Etude du Processus Inflammatoire - GREPI EA 2938 /
CHU Grenoble et au Laboratoire de Microbiologie Du Froid – LMDF EA 2123 / Evreux

Je tiens tout d’abord à remercier Madame le professeur Françoise Morel et Madame
le professeur Nicole Orange qui ont accepté de m’accueillir au sein de leur
laboratoire respectif.
Un grand merci au professeur Benoît Polack pour son encadrement, sa patience et
pour l’ensemble du savoir pratique et théorique qu’il m’a transmis. J’espère qu’il
n’aura pas trop souffert de mon flegme légendaire et je n’oublierai pas « qu’à faire et
à refaire on n’est jamais sans rien faire »…
Un grand merci également au professeur Janine Guespin pour sa patience,
l’ensemble du savoir qu’elle m’a transmis et pour m’avoir fait découvrir et apprécier
un nouvel aspect de la microbiologie.
Merci au docteur Annabelle Mérieau pour son encadrement, sa gentillesse, le
partage de ses connaissances et pour m’avoir aidé à rapidement m’intégrer à
l’équipe du LMDF.
Je tiens aussi à remercier Monsieur le professeur Dominique Schneider pour avoir
accepté la présidence de ce jury de thèse.
J’adresse mes remerciements aux professeurs Dieter Haas et Benoît Guery ainsi
qu’au docteur Alain Filloux pour m’avoir fait l’honneur de juger ce travail.
Pour leurs conseils, leur soutien et les moments que nous avons partagés, j’adresse
un grand merci aux membres du GREPI et du LMDF, en particulier à Lauriane,
Danièle, Mariette, Nico, l’équipe Pet’Roll, Gaëlle R et surtout Gaëlle H.
Je remercie l’ensemble du personnel du laboratoire d’enzymologie et d’hématologie
de m’avoir si rapidement intégré au sein de leur équipe.
Enfin et surtout, je voudrais adresser plus qu’un grand merci à mes parents qui ont
toujours été là pour moi et sans qui tout cela n’aurait pas été possible.

Abréviations
ADN Acide désoxyribonucléique
ADP Adénosine diphosphate
ApR Résistance à l’ampicilline
ARN Acide ribonucléique
ATP Adénosine triphosphate
CatR Résistance au chloramphénicol
CbR Résistance à la Carbénicilline
CDO Catéchol Dioxygénase
DMSO Diméthylsulfoxyde
dNTP mélange de nucléotides triphosphates (ATP, GTP, CTP, TTP)
DO Densité Optique
DR Double Recombinant
EGTA Acide éthylène glycol-bis(β-aminoéthy éther) N,N,N',N'-tétra-acétique
EHEC Escherichia coli entérohémoragique
EPEC Escherichia coli entéropathogène
GFP Green Fluorescent Protein
GmR Résistance à la Gentamicine
GTP Guanosine triphosphate
HBSm "Hepes Buffer Saline" modifié
Hepes Acide hydroxyéthyl-pipérazine-éthane-sulfonique
IPTG isopropyl-beta-D-thigalactopyranoside
kDa KiloDaltons
KmR Résistance à la kanamycine
LB Milieu Luria Bertani
LDH Lactate Déhydrogénase
MOI Multiplicity of infection
Pb Paires de bases
PBS Tampon phosphate isotonique "Phosphate Buffer Saline"
PCA Acide perchlorique
PCR "Polymérase chain reaction"
PIA Pseudomonas isolation agar

PNN Polynucléaires neutrophiles
p/v Poids pour volume
qsp Quantité suffisante pour
RLU Unité de luminescence relative
rpm Rotations par minute
SDS Sodium dodécyl sulfate
SDS-PAGE Electrophorèse en gel de polyacrylamide en présence de SDS
SR Simple Recombinant
SSTT Système de sécrétion de type III
TAE Tampon "Tris-acétate-EDTA"
TBE Tampon "Tris-borate-EDTA"
TCA Acide trichloroacétique
TcR Résistance à la Tétracycline
TE Tampon "Tris-EDTA"
Tris Tris(hydroxylméthyl)aminométhane
U Unité enzymatique
UV Ultraviolets
v/v Volume pour volume
VB Milieu Vogel Bonner

Table des matières
INTRODUCTION....................................................................................................... 1
I. Pseudomonas aeruginosa ............................................................................... 3
I-A. Caractéristiques........................................................................................ 3
I-B. Un pathogène opportuniste....................................................................... 3
I-C. Les facteurs de virulence de Pseudomonas aeruginosa .......................... 5
II. Le système de sécrétion de type III ............................................................... 12
II-A. Le système de sécrétion de Type III de P. aeruginosa........................... 13
II-B. La régulation du SSTT chez les autres bacilles pathogènes à Gram
négatif................................................................................................................ 27
III. Le Quorum Sensing ................................................................................... 35
III-A. Généralités.......................................................................................... 35
III-B. Le quorum sensing chez P. aeruginosa.............................................. 41
IV. Epigenèse .................................................................................................. 48
IV-A. L’épigenèse chez les bactéries : L’exemple de l’opéron lactose chez E.
coli 49
IV-B. Pré requis pour l’épigénèse et utilité de la modélisation ..................... 51
MATERIELS ET METHODES .................................................................................. 53
I. Plasmides et Souches bactériennes.............................................................. 55
I-A. La souche de référence du laboratoire : CHA......................................... 56
I-B. Culture bactérienne ................................................................................ 57
I-C. Antibiotiques utilisés ............................................................................... 58
I-D. Suivi de croissance et densité bactérienne............................................. 58
I-E. Conservation des souches...................................................................... 58
II. Techniques de biologie moléculaire............................................................... 59
II-A. Purification des acides nucléiques.......................................................... 59
II-B. Préparation d’ADN plasmidique d’E. coli ................................................ 60
II-C. Préparation d’ADN chromosomique de P. aeruginosa ........................... 60
II-D. Préparation d’ARN de P. aeruginosa...................................................... 61
II-E. Electrophorèse d’ADN ............................................................................ 61
II-F. Manipulation des fragments d’ADN ........................................................ 62
II-G. Technique de retard sur gel (Electrophoretic Mobility Shift Assay - EMSA)
64
II-H. Clonage .................................................................................................. 66

II-I. Transformation........................................................................................ 67
II-J. Mutagenèse par échange allélique chez Pseudomonas aeruginosa...... 68
III. Culture cellulaire......................................................................................... 71
III-A. Interaction des bactéries avec des polynucléaires neutrophiles.......... 71
IV. Expérimentation animale............................................................................ 72
V. Techniques de biochimie ............................................................................... 73
V-A. Préparation des échantillons................................................................... 73
V-B. Dosage de l’activité enzymatique Catéchol Dioxygénase (CDO) ........... 74
V-C. Electrophorèse SDS-PAGE................................................................. 75
V-D. Analyse des protéines......................................................................... 75
V-E. Mesure de l’activation transcriptionnelle des gènes du SSTT ................ 77
V-F. Analyse du surnageant de culture bactérien........................................... 78
PRESENTATION DU TRAVAIL................................................................................ 79
RESULTATS ............................................................................................................ 83
I. Acquisition d’une cytotoxicité dépendante du SSTT par un mécanisme
épigénétique ......................................................................................................... 85
I-A. Modélisation de la régulation du SSTT................................................... 87
I-B. Démonstration expérimentale de la modification épigénétique pour
l’acquisition d’un SSTT inductible...................................................................... 91
II. Régulation de l’expression du Système de Sécrétion de Type III................ 103
II-A. Rôle de la densité cellulaire.................................................................. 104
II-B. Rôle du quorum sensing dans la régulation négative du SSTT ............ 113
II-C. Caractérisation du PARST.................................................................... 122
II-D. Autres partenaires de la régulation du SSTT........................................ 124
CONCLUSIONS ET PERSPECTIVES ................................................................... 127
BIBLIOGRAPHIE.................................................................................................... 137
ANNEXES .............................................................................................................. 155
ARTICLE 1 ............................................................................................................. 157

Introduction
3
I. Pseudomonas aeruginosa
I-A. Caractéristiques
Pseudomonas aeruginosa est un bacille à Gram négatif, mobile, capable de se
développer dans un large spectre de températures (+4°C à +42°C). Aérobie, cette
bactérie peut cependant utiliser les nitrates comme accepteur d’électrons en
croissance anaérobie. P. aeruginosa vit à l’état saprophyte dans l’eau, le sol et sur
les plantes. Dans son environnement naturel, P. aeruginosa peut être trouvée sous
sa forme planctonique, mobile ou dans un biofilm, attachée à une surface inerte ou
une source de substrat.
Le génome de P. aeruginosa a été entièrement séquencé en 2000. Il s’agit d’un des
plus grand génome bactérien connu avec 6,3 méga bases codant 5570 cadres de
lectures (Stover et al., 2000). Cette bactérie possède un nombre important de gènes
impliqués dans des systèmes de régulation et des fonctions métaboliques. Cette
diversité lui confère la capacité d’utiliser un grand nombre de composés organiques
et ainsi de se développer dans de nombreuses niches écologiques même pauvres
en nutriments.
I-B. Un pathogène opportuniste
P. aeruginosa est un pathogène opportuniste capable d’infecter un large spectre
d’hôtes : hommes, animaux, plantes (D'Argenio et al., 2001;Pukatzki, Kessin, et
Mekalanos, 2002;Rahme et al., 1995). Chez l’homme, cette bactérie affecte
particulièrement les personnes immunodéprimées, les grands brûlés, les patients en
soins intensifs ou atteints de la mucoviscidose. Elle est capable de coloniser une
grande diversité de tissus provoquant, entre autres, des bactériémies, ou des
infections oculaires, intestinales, ou urinaires. P. aeruginosa est également capable
de causer des méningites et ostéomyélites en infectant le système nerveux central et
les structures osseuses.

Introduction
4
I B-1. Pseudomonas aeruginosa et la mucoviscidose
P. aeruginosa est aussi une des causes majeures de mortalité et de morbidité chez
les personnes atteintes de mucoviscidose (Govan et Harris, 1986).
Cette maladie héréditaire autosomique récessive a pour origine la mutation d’une
protéine membranaire, CFTR (Cystic Fibrosis Transconductance Regulator), qui joue
un rôle dans la régulation des échanges ioniques des cellules avec le milieu
extérieur. Sur le plan pulmonaire, l’absence ou le dysfonctionnement de cette
protéine provoque un changement de la composition ionique et une diminution de
l’hydratation du mucus bronchique. Ce mucus plus visqueux perturbe le phénomène
de clairance ciliaire et constitue un terrain plus propice à la colonisation bactérienne
(Lyczak, Cannon, et Pier, 2002;Ratjen et Döring, 2003).
Les patients atteints de mucoviscidose développent une infection pulmonaire
chronique conduisant à une destruction des tissus pulmonaires par les toxines
bactériennes et le relargage du contenu des granules des cellules phagocytaires. Un
modèle de pathogénicité suggère deux phases d’infection : l’invasion puis la
persistance. Lors de l’invasion initiale du poumon, P. aeruginosa exprime une grande
quantité de facteurs de virulence neutralisant les défenses immunitaires innées de
l’hôte. Ensuite, durant la seconde phase, une fois la zone colonisée, la bactérie
adhèrerait à l’épithélium et adopterait un phénotype mucoïde. Elle se développe
alors sous forme de micro-colonies entourées d’un biofilm composé notamment d’un
oligosaccharide, l’alginate. Sous cette forme, P. aeruginosa est plus résistante face
aux défenses de l’hôte et aux antibiotiques. La colonisation de la totalité des
poumons se ferait ensuite de proche en proche par ressortie d’individus du biofilm et
réactivation du cycle d’invasion-persistance avec expression de facteurs de
virulence.
Aujourd’hui, à coté des thérapies consistant à diminuer l’inoculum bactérien par des
cures d’antibiotiques répétitives, les traitements en développement s’orientent vers
deux axes. Ils tentent de perturber ou de détruire le biofilm pour éliminer les colonies
déjà installées. En parallèle, ils visent à diminuer la cytotoxicité de la bactérie lors
des phases aiguës de l’infection. Cette dernière approche passe par la répression de
l’expression des gènes codant les différents facteurs de virulence sécrétés par P.
aeruginosa ou par l’inhibition de l’activité de ces facteurs.

Introduction
5
I-C. Les facteurs de virulence de Pseudomonas aeruginosa
Pseudomonas aeruginosa possède de nombreux facteurs de virulence lui permettant
de survivre dans de nombreux environnements et de coloniser divers types d’hôtes
(Lazdunski, 1998). Ces facteurs sont impliqués dans les diverses phases d’infection.
On peut distinguer deux classes de facteurs de virulence : ceux associés à la
bactérie, comme les adhésines et les pili, et ceux sécrétés, comme les toxines et les
protéases. Ces facteurs associés à la bactérie sont principalement impliqués dans
l’adhérence et la motilité. Le système de sécrétion de type III, qui constitue un facteur
de virulence majeur, fait l’objet d’un chapitre séparé (Chapitre II).
I C-1. Les facteurs de virulence associés à la bactérie
IC 1-a) Le biofilm
Outre la forme planctonique, P. aeruginosa est capable de se développer sous forme
de biofilm. Dans ce mode de croissance, les bactéries adhèrent à une surface et
sécrètent une matrice d’exopolysaccharides, dont l’alginate, dans laquelle elles sont
insérées. La formation du biofilm nécessite plusieurs étapes et dépend de signaux
environnementaux et bactériens dont ceux du quorum sensing (figure 1 et chapitre
III-B) (Filloux et Vallet, 2003). Sous cette forme, P. aeruginosa présente une
Figure 1 : Modèle de formation d’un biofilm par P. aeruginosa (D’après Filloux et Vallet,
2003)

Introduction
6
résistance accrue aux défenses immunitaires et aux traitements antibiotiques
notamment grâce à l’alginate qui joue le rôle de barrière physique contre les cellules
immunitaires et piége les éléments de la réponse immune, anticorps et radicaux
libres de l’oxygène provenant respectivement des lymphocytes B et des
polynucléaires neutrophiles (Kobayashi, 2005;Reisner et al., 2005).
IC 1-b) Le flagelle
P. aeruginosa possède un seul flagelle polaire lui conférant la capacité de nager
dans un environnement aqueux ou contenant une faible quantité d’agar (<0,4%)
(mobilité de type « swimming »). Il intervient également dans la mobilité de type
« swarming » pouvant être traduit par « essaimage » qui permet le déplacement sur
des surfaces semi solides, comme un milieu entre 0,4 et 1% d’agar (Kohler et al.,
2000). Le flagelle est une structure rotative constituée de trois principales parties
(figure 3) : le filament extra bactérien permettant le mouvement, le crochet et le corps
basal ancrés dans les membranes bactériennes dont une partie en relation avec le
crochet est rotative, permettant à l’ensemble de fonctionner comme une hélice.
Des mutants dépourvus de flagelle ont une virulence atténuée (Feldman et al.,
1998;Tang et al., 1996). Cette structure est aussi impliquée dans l’adhérence aux
cellules épithéliales respiratoires et participe à la formation du biofilm in vitro
(Feldman et al., 1998;O'Toole et Kolter, 1998).
IC 1-c) Les pili de type IV
Le pilus de type IV est la principale adhésine de P. aeruginosa responsable de
l’adhésion aux cellules épithéliales (Hahn, 1997). Situé sur la membrane externe, il
est constitué de monomères de piline. La capacité de rétraction du pilus confère à la
bactérie une mobilité de type « twiching » (déplacement sur des surfaces) et
« swarming »(Kohler et al., 2000). Lorsque cette structure est non fonctionnelle ou
absente l’adhérence et les dommages de la bactérie sur les cellules épithéliales in
vitro diminuent ainsi que la virulence in vivo (Comolli et al., 1999;Hahn, 1997).

Introduction
7
IC 1-d) Facteur d’attachement de type fimbriae
Récemment mis en évidence chez P. aeruginosa, ce type de pilus est nécessaire
pour l’adhérence à des surfaces inertes et dans la formation du biofilm(Vallet et al.,
2001).
IC 1-e) Le lipopolysaccharide (LPS)
Constituant lipidique majeur de la couche externe de la membrane, le LPS contient
une région polysaccharidique ramifiée qui couvre la totalité de la surface de la
bactérie et se trouve donc impliquée dans la stimulation de la réponse inflammatoire
et dans les interactions avec les tissus de l’hôte. Cette région polysaccharidique,
appelée antigène O, est variable et peut même être absente. Selon la présence et la
composition de l’antigène O, les souches de P. aeruginosa sont plus ou moins
résistantes à la phagocytose dirigée par le complément. La capacité d’interaction des
différentes formes de LPS avec la protéine CFTR, joue aussi un rôle important dans
la pathogénie de P. aeruginosa notamment chez les personnes atteintes de
mucoviscidose. En effet, CFTR semble pouvoir jouer le rôle de récepteur de motif
bactérien (PRM : pattern recognization molecule) activant la réponse inflammatoire.
L’absence ou le dysfonctionnement de CFTR chez les patients atteints de
mucoviscidose ainsi que les modifications du LPS au niveau de l’antigène O
pourraient empêcher l’interaction LPS-CFTR, retarder la réponse immunitaire et
empêcher l’élimination bactérienne facilitant ainsi l’installation et la persistance de la
bactérie (Goldberg et Pier, 1996;Pier, 2002;Schroeder et al., 2002).
I C-2. Les facteurs de virulence sécrétés
Les facteurs de virulence secrétés par P. aeruginosa interviennent principalement
dans la dissémination de la bactérie et la perturbation ou la destruction des défenses
de l’hôte.
L’exotoxine A est la protéine la plus cytotoxique produite par P. aeruginosa. Sécrétée
sous forme d’une pro-toxine inactive, elle est reconnue de façon spécifique par le

Introduction
8
LRP (LDL related protein)(Herz et al., 1990). Cette interaction produit le clivage de la
pro-toxine et une internalisation de la partie active qui cible le facteur d’élongation E2
perturbant ainsi la synthèse protéique(Wick et al., 1990).
Les élastases LasA et LasB, perturbent quant à elles certaines fonctions
physiologiques en dégradant l’élastine nécessaire notamment à la contraction et
l’extension du tissu pulmonaire. LasB est également capable d’inactiver d’autres
protéines comme les IgA, les IgG et des composés du complément modulant ainsi la
réponse immunitaire (Heck et al., 1990;Hong et Ghebrehiwet, 1992).
P. aeruginosa sécrète également des phospholipases de type C (PLC) avec
différentes spécificités de substrats (Stonehouse et al., 2002). Certaines ont une
activité hémolytique (PlcN et PlcH) et peuvent jouer un rôle dans la mobilité de type
« twiching » comme PlcB (Barker et al., 2004)
L’action des phospholipases est facilitée par les rhamnolipides produits par les
bactéries. Ces biosurfactants sont des molécules amphiphiles, qui possèdent un
pouvoir détergent sur les phospholipides membranaires facilitant leur accessibilité
aux phospholipases. Les rhamnolipides participent également à la structuration du
biofilm (Boles, Thoendel, et Singh, 2005;Davey, Caiazza, et O'Toole, 2003).
I C-3. Régulation des facteurs de virulence
Les études sur la régulation des facteurs de virulence ont mis en évidence une
grande variété de modes de contrôle de l’expression des toxines et des autres
structures impliquées dans la pathogénicité de P. aeruginosa. La synthèse et la
sécrétion de la plupart de ces facteurs sont modulées en fonction du stade de
croissance bactérien (phase exponentielle ou stationnaire), du mode de
développement (planctonique ou biofilm) et des conditions environnementales dans
lesquelles se trouve la bactérie, notamment lors de l’infection d’un hôte. Les deux
principaux mécanismes senseurs permettant de lier les changements d’état et
d’environnement à une expression protéique adaptée sont les systèmes à deux
composants et le quorum sensing.

Introduction
9
Les systèmes de régulation à deux composants permettent, grâce à la détection et la
transduction de signaux extérieurs, une réponse rapide de l’organisme face à des
modifications de l’environnement. Dans la majorité des cas, le système est constitué
de deux protéines et met en jeu un transfert de phosphate pour la transduction du
signal. Il s’agit :
− d’une protéine kinase, généralement située dans une des membranes,
appelée senseur. En réponse à un signal, cette protéine
s’autophosphoryle.
− d’un régulateur de réponse sur lequel est transféré le groupe phosphate à
partir du senseur qui régule son activité. Il possède un domaine de fixation
à l’ADN et régule la transcription.
P. aeruginosa possède de nombreux systèmes de régulation à deux composants
putatifs. 55 senseurs, 89 régulateurs de réponse et 14 systèmes hybrides senseur-
régulateur de réponse ont été dénombrés (Rodrigue et al., 2000;Stover et al., 2000).
Le nombre important de ces systèmes pourrait expliquer en partie l’extrême
adaptabilité de P. aeruginosa à différents milieux.
Le second mécanisme global senseur/régulateur face aux changements
d’environnement ou d’état est le « quorum sensing ». Il permet l’expression
coordonnée de nombreux facteurs de virulence notamment en fonction de la densité
cellulaire. L’étude de ce système faisant partie du travail effectué, un chapitre détaillé
lui est consacré (Chapitre III).
I C-4. Sécrétion des facteurs de virulence
La sécrétion des facteurs de virulence est réalisée grâce à différents mécanismes qui
permettent le transport actif de protéines à travers les membranes bactériennes. Les
quatre systèmes de sécrétion, ubiquitaires chez les bactéries à Gram négatif, ont été
décrits chez P. aeruginosa, et sont schématisés en figure 2. Le système de sécrétion
de type IV, rencontré chez Agrobacterium tumefaciens n’a pas été mis en évidence
chez P. aeruginosa.

Introduction
10
IC 4-a) Le système de sécrétion de type I
Ce système permet le transport de protéines directement du cytoplasme vers le
milieu extra bactérien. Il est constitué de 3 complexes protéiques : une protéine de
transport avec une activité ATPase dans la membrane interne (AprD), une protéine
dans la membrane externe formant un pore (AprF), et enfin une protéine de fusion
membranaire (AprE) située dans le périplasme et ancrée dans la membrane interne
qui réalise la liaison entre les deux premières (Kostakioti et al., 2005).
Figure 2 : Schéma des principaux systèmes de sécrétion de protéines connus chez les bactéries
Gram négatives. La sécrétion de l’hémolysine (HlyA) d’E.coli est donnée en exemple pour le type I,
la sécrétion de l’exotoxine (YopE) de Y.pestis pour le type III, la sécretion de la protéase IgA1
(IgAp) de Neisseria gonorhoeae pour le système autotransporteur, et la sécrétion de la pullulanase
(PulA) de Klebsiella oxytoca (D’après Kostakioti).

Introduction
11
IC 4-b) Le système de sécrétion de type II
La sécrétion de type II s’effectue en deux étapes. La première consiste en un
transport des protéines à travers la membrane interne au moyen du système Sec
ATP dépendant ou du système Tat ATP indépendant dirigé par un gradient de pH
(Robinson, Thompson, et Woolhead, 2001). Ces deux types de transport nécessitent
la présence d’une séquence signal spécifique. La seconde étape correspond à
l’export à travers la membrane externe via les systèmes Xcp et HxC (homologous to
xcp). Ce système de sécrétion permet notamment la sécrétion de LasA, LasB, et de
l’exotoxine A.
IC 4-c) Le système de sécrétion de type IV
Le système de sécrétion de type IV est capable de transporter une grande variété de
substrats par un mécanisme dépendant ou indépendant du contact cellulaire. La
sécrétion de protéines ou de complexes nucléoprotéiques (fragment T du plasmide Ti
d’Agrobacterium tumefaciens) est réalisée par un mécanisme indépendant de la
machinerie Sec, excepté pour la toxine pertussique (Bordetella pertussis) (Kostakioti
et al., 2005). Aucun système de sécrétion de type IV n’a été mis en évidence chez P.
aeruginosa.
IC 4-d) Le système de sécrétion de type V
Egalement appelé autotransporteur, ce système fait appel au complexe Sec pour le
transport vers l’espace périplasmique. Les protéines réalisent ensuite elles-mêmes le
pore nécessaire à leur passage à travers la membrane externe au moyen d’une
séquence d’adressage spécifique (Kostakioti et al., 2005).

Introduction
12
II. Le système de sécrétion de type III
Le système de sécrétion de type III est présent dans de nombreux genres de bacilles
à Gram négatif dont Pseudomonas, Yersinia, Salmonella, Shigella et les Escherichia
entéropathogènes (EPEC, EHEC) (Hueck, 1998). Activé par le contact avec la cellule
eucaryote, ce système est dédié à l’injection d’effecteurs directement du cytoplasme
de la bactérie dans le cytosol de la cellule cible sans passage par le milieu extérieur.
Ces effecteurs ont pour effets la mort cellulaire ou le dysfonctionnement de la cellule,
en détruisant la membrane, en perturbant les cascades de transduction des signaux
ou en désorganisant le cytosquelette (Hueck, 1998;Shaver et Hauser, 2004;Vance,
Rietsch, et Mekalanos, 2005). Ils permettent aux bactéries pathogènes d'envahir les
tissus de l’organisme infecté ou de circonscrire ses défenses.
Souvent comparé à une aiguille, le SSTT est très conservé au niveau structural entre
les bactéries à Gram négatif (Aizawa, 2001;Hueck, 1998;Plano, Day, et Ferracci,
2001;Tampakaki et al., 2004). Le SSTT dont la partie basale présente de grandes
similitudes avec le corps basal du flagelle est composé de deux structures (figure 3) :
- l’appareil de sécrétion est un complexe protéique enchâssé dans les
membranes bactériennes. Il permet la sécrétion des effecteurs spécialisés du SSTT
du cytoplasme de la bactérie à l’extérieur sans transiter par le périplasme.
- l’appareil de translocation, encore appelé « aiguille », qui est un second
complexe au niveau extrabactérien en contact avec l’appareil de sécrétion, s’insère
dans la membrane de la cellule cible et permet l’injection des effecteurs toxiques
spécifiques du SSTT. C’est pourquoi on trouve souvent l’appellation de facteur de
virulence pour désigner l’ensemble du SSTT.
Bien que la structure des différents SSTT soit similaire, ce facteur de virulence a
évolué de façon particulière pour chaque espèce, affectant le mode d’interaction des
bactéries avec la cellule cible et permettant différentes stratégies de pathogénicité,
allant de l’échappement au système immunitaire pour P. aeruginosa et Yersinia spp,
à l’invasion des cellules pour Salmonella spp. La diversité des rôles du SSTT et des
environnements dans lesquels il s’exprime met en évidence l’importance qu’il joue
dans les mécanismes de virulence de certains pathogènes à Gram négatif et laisse
supposer un haut niveau de régulation.

Introduction
13
II-A. Le système de sécrétion de Type III de P. aeruginosa
Chez P. aeruginosa, le SSTT induit une mort cellulaire de type nécrose des cellules
de l’immunité innée (polynucléaires neutrophiles et macrophages) et permet ainsi à
la bactérie d’échapper au système immunitaire. Sur les cellules épithéliales, le SSTT
provoque une oncose par une déstructuration du cytosquelette. Lors d’une infection
Figure 3 : Modélisation de la structure du flagelle et des systèmes de sécrétion de type III de
différentes bactéries à Gram négatif. A, structure du flagelle ; B, C, D, SSTT de Yersinia, de E. coli
et de P. syringae respectivement. Seules les protéines conservées entre les différents SSTT (et
leurs homologues chez le flagelle) sont représentées et identifiées par des couleurs et des
positions similaires. Le « P rod » du flagelle n’a pas de protéine homologue connue chez les
SSTT. Le point d’interrogation signifie qu’une structure de type canal au niveau de la membrane
interne n’a pas encore été identifiée. Le constituant majeur de l’aiguille (needle ou Hrp pilus) est
YscF chez Yersinia, EspA chez E. coli, HrpA chez P. syringae. Les protéines formant le pore dans
la membrane eucaryote (EM) sont LcrV, YopB, YopD chez Yersinia et EspB, D chez E. coli. Chez
le pathogène des plantes, P. syringae, HrpZ est supposée être la protéine translocatrice. Les
protéines dont la structure a été caractérisée sont représentées de façon schématique. OM,
membrane externe de la bactérie ; PL, peptidoglycane ; IM, membrane interne de la bactérie ; EM,
membrane eucaryote ; CW, paroi cellulaire de la cellule végétale. (D’après Tampakak, 2004)

Introduction
14
pulmonaire, notamment chez les personnes atteintes de mucoviscidose, le SSTT
joue un rôle prépondérant dans la phase initiale de colonisation et probablement
dans la progression de l’infection (Corech et al., 2005;Dacheux et al., 1999;Jain et
al., 2004).
II A-1. Organisation génétique et fonction principale des clusters de
gènes du SSTT
A l’exception des gènes codant les exotoxines, les gènes codant le système de
sécrétion de type III chez Pseudomonas aeruginosa sont regroupés en clusters sur le
chromosome contrairement au genre Yersinia pour lequel les SSTT est situé sur un
plasmide. Ils sont organisés en plusieurs opérons. L’opéron exsCEBA code les
principaux régulateurs du SSTT, les opérons exsD-pscBL et pscNUpcrD codent la
structure de l’appareil de sécrétion, et l’opéron pcrRGVH-popBD code des protéines
impliquées dans l’appareil de translocation.
II A-2. Les différentes toxines et leurs fonctions
Quatre exotoxines sécrétées par le SSTT sont connues chez P. aeruginosa : ExoS,
ExoT, ExoY et ExoU. Toutes les souches ne possèdent pas toutes les toxines. Il
semble en effet que la prévalence de chaque toxine soit différente selon l’origine des
souches (environnement, isolats cliniques de différentes parties du corps) (Feltman
et al., 2001). Ainsi dans l’étude de Feltman, incluant des souches environnementales
et différents isolats cliniques non clonaux, la toxine ExoT est retrouvée chez la
totalité des souches, la toxine ExoY est présente à 89%, et 72% des souches
possèdent le gène exoS. La toxine ExoU a quant à elle une prévalence plus faible,
28%en moyenne, avec de fortes variations. En effet le gène exoU est retrouvé dans
40% des isolats sanguins et de plaies mais dans seulement 10% des isolats
respiratoires de patients atteints de mucoviscidose.
De plus il semble que les gènes exoS et exoU soient très rarement retrouvés
ensemble dans une même souche.

Introduction
15
IIA 2-a) Les Exotoxines ExoS et ExoT
Les toxines ExoT et ExoS sont des protéines bifonctionnelles qui partagent 76%
d’identité. Elles possèdent une activité GAP spécifique des petites protéines G de la
famille Rho (Goehring et al., 1999;Krall et al., 2000) et une activité ADP
ribosyltransférase à l’extrémité C-terminal sur des substrats différents :
respectivement les protéines de la famille Ras et CrkI / II pour ExoS et ExoT (Barbieri
et Sun, 2004;Coburn et Gill, 1991;Ganesan et al., 1999;Sun et Barbieri, 2003). Leurs
activités perturbent la transduction des signaux intracellulaires médiés par Ras et
CrkI / II et conduisent à la mort cellulaire ou au remodelage du cytosquelette d’actine,
induisant ainsi une inhibition de la phagocytose ou un changement de morphologie
des cellules (Henriksson et al., 2002;Pederson et Barbieri, 1998;Sundin, Hallberg, et
Forsberg, 2004). Le gène orf1 en orientation inverse du gène exoS code une
protéine qui possède d’une part les caractéristiques d’une protéine chaperonne selon
la définition qu’en fait Parsot (Page et Parsot, 2002) et d’autre part des homologies
de séquence avec SycE, chaperonne de l’homologue d’ExoS chez Yersinia sp. Codé
en même temps que la toxine, ce gène semble être la chaperonne de la protéine
ExoS et potentiellement celle d’ExoT (Thèse L. Quénée, UJF-Grenoble, 2004).
IIA 2-b) L’exotoxine Y
ExoY est une adénylate cyclase qui présente des homologies avec les adénylates
cyclases de Bordetella pertussis (CyaA) et Bacillus anthracis (EF) (Yahr et al., 1998).
Son activité nécessite un ou des facteurs eucaryotes inconnus. Cette toxine induit un
« arrondissement » (rounding) des cellules CHO et une augmentation de la
concentration en AMP cyclique corrélée avec une hyperperméabilité des cellules de
la microcirculation pulmonaire secondaire à la formation de pores membranaires
(Sayner et al., 2004). Récemment, Cowell et al. ont montré qu’ExoY, en perturbant le
cytosquelette d’actine, interviendrait en début d’infection en inhibant l’invasion des
cellules épithéliales par P. aeruginosa (Cowell, Evans, et Fleiszig, 2005). Cependant,
ExoY aurait seulement un rôle mineur dans la cytotoxicité de P. aeruginosa lors
d’une infection pulmonaire aiguë (Lee et al., 2005).

Introduction
16
IIA 2-c) L’exotoxine U
ExoU, l’effecteur le plus cytotoxique injecté par le SSTT de P. aeruginosa, possède
une activité phospholipase de type PLA2 (Sato et al., 2003). Il est associé, in vitro, à
une lyse rapide des cellules et à une forte pathogénicité en modèle animal (Hauser
et al., 1998;Sawa et al., 1999).
II A-3. Régulation de l’expression du SSTT
Il semble exister deux états possibles pour le SSTT de P. aeruginosa. En effet,
comme le montrent les études de Dacheux et al. et de l’équipe d’Hauser, certaines
souches de P. aeruginosa sont incapables d’activer le SSTT ou en ont perdu la
capacité. Ceci, bien qu’elles possèdent les gènes nécessaires à cette activation et
même si les bactéries se trouvent dans des conditions favorables à l’activation de ce
facteur de virulence (Dacheux, Attree, et Toussaint, 2001;Feltman et al., 2001;Jain et
al., 2004). Dans ces études, il s’agit principalement de souches issues de poumons
de patients ayant développés une infection chronique à P. aeruginosa.
Ceci suggère qu’il existe deux états du SSTT chez P. aeruginosa. L’un est activable
par des signaux in vivo ou in vitro qui permettent l’injection ou la sécrétion des
toxines du SSTT, et nous le qualifieront d’inductible. L’autre n’est pas activable et ne
permet pas la sécrétion des effecteurs toxiques, bien qu’aucune mutation des gènes
du SSTT n’ait été mise en évidence dans ces souches, et nous le qualifierons de non
inductible.
L’ensemble des données sur la régulation de l’expression du SSTT, présenté ci-
dessous, provient de l’étude du passage de l’état inductible à l’état activé.
Le SSTT de P. aeruginosa est activé in vivo lors du contact de la bactérie avec la
cellule cible. In vitro, le signal d’activation peut être remplacé par une déplétion du
milieu en calcium (Hornef et al., 2000;Vallis et al., 1999). En l’absence d’induction, il
existe une faible expression des gènes du SSTT, permettant la formation d’un pool
de toxines préformées et d’une petite quantité de structures membranaires en place
mais dans une conformation fermée empêchant la sécrétion (Thèse L. Quénée, UJF-
Grenoble, 2004). Le ou les signaux d’activation, encore inconnus, induisent une

Introduction
17
augmentation importante de la transcription de la plupart des gènes codant l’appareil
de sécrétion/translocation et les toxines (Wolfgang et al., 2003).
L’ensemble des gènes constituant le SSTT de P. aeruginosa est sous le contrôle
d’un facteur de transcription de la famille AraC, ExsA. Cet activateur transcriptionnel,
coordonnant l’expression des gènes de l’appareil de sécrétion/translocation et des
toxines, est essentiel à l’activation du système. En effet, les souches mutées pour le
gène exsA sont beaucoup moins virulentes dans des modèles d’infection pulmonaire
(Ader et al., 2005), ont une cytotoxicité réduite sur les cellules eucaryotes (Dacheux
et al., 1999;Fauvarque et al., 2002) et sont incapables de sécréter les exotoxines lors
d’une induction in vitro, excepté si un gène exsA exogène est exprimé de façon
constitutive dans ces mutants.
Les réseaux de régulation contrôlant l’activation du SSTT agissent principalement sur
l’expression ou l’activité d’ExsA de façon directe ou indirecte. On peut distinguer
deux classes de régulateurs : ceux codés au niveau des opérons du SSTT, contrôlés
par ExsA et ceux indépendants d’ExsA.
IIA 3-a) Régulation ExsA dépendante
L’ensemble des gènes des régulateurs connus, contrôlés par ExsA (ExsA, ExsC,
ExsB, ExsE, ExsD) sont regroupés au niveau des opérons exsCEBA et exsD-pscBL.
L’ensemble des interactions entre ces protéines régule l’activité d’ExsA (figure 4).
(i) ExsA
ExsA est un membre de la famille des activateurs transcriptionnels de type AraC,
homologue à VirF qui contrôle l’expression du SSTT chez Yersinia. Il possède une
activité de fixation à l’ADN de type « hélice-tour-hélice » et se fixe sur les promoteurs
des opérons codant les éléments du SSTT au niveau de la séquence consensus
TXAAAAXA, à environ 50 paires de bases en amont du site d’initiation de la
transcription (Hovey et Frank, 1995;Yahr et al., 1995). ExsA active sa propre
synthèse en se fixant sur le promoteur de l’opéron exsCEBA, créant ainsi une boucle
de rétroaction positive. Une mutation du gène exsA conduisant à un défaut
d’expression ou à une protéine non fonctionnelle, abolit l’expression des gènes du
SSTT et aboutit à une souche moins virulente.

Introduction
18
(ii) ExsB
Le produit supposé du gène exsB est homologue à VirB qui est impliqué dans la
régulation du SSTT chez Yersinia enterocolitica. Le produit ou l’ARN issu de ce gène
est un activateur dans la régulation du SSTT puisqu’une délétion d’exsB provoque
une diminution d’expression d’exsA. Cependant exsB ne semble pas coder une
protéine comme l’ont montré les études de Goranson et al. (Goranson, Hovey, et
Frank, 1997). Cette partie de l’opéron exsCEBA pourrait jouer un rôle dans la
régulation post-transcriptionnelle d’exsA en stabilisant l’ARN.
(iii) ExsD
Le gène exsD, premier gène de l’opéron exsD-pscBL sous le contrôle d’ExsA, code
un anti-activateur du SSTT de P aeruginosa. En effet, McCaw et al. ont montré que
cette protéine est capable de se fixer à ExsA et d’inhiber son activité. Une
surexpression d’ExsD induit une inhibition du SSTT et son absence une dérépression
de l’opéron exsCEBA et par conséquent de l’ensemble des gènes du SSTT (McCaw
et al., 2002). Ceci se produit quelles que soient les conditions de culture (avec ou
sans activation du SSTT par déplétion calcique ou contact cellulaire). Cependant, un
mutant du gène exsD est toujours dépendant du signal d’activation (contact cellulaire
ou déplétion calcique) pour sécréter les toxines du SSTT même si les gènes du
système sont déréprimés (McCaw et al., 2002).
(iv)ExsC
ExsC est codée par l’opéron exsCEBA sous la dépendance d’ExsA. Cette protéine
est un anti-anti-activateur de par sa capacité à fixer ExsD ce qui libère ExsA et
permet l’activation de la boucle de rétroaction sur exsA et l’augmentation du taux de
transcription des gènes du SSTT. Un mutant de ce gène voit la transcription des
gènes du SSTT réprimée et une surexpression induit une dérépression de ces gènes
indépendamment de la concentration en calcium (Dasgupta et al., 2004). De plus,
d’après ses caractéristiques biochimiques (faible poids moléculaire, pI basique,
hélice α C-terminale amphiphatique) et les récents travaux réalisés par Urbanowski
et al. et Rietsch et al., ExsC pourrait être la protéine chaperonne d’ExsE (Rietsch et
al., 2005;Urbanowski, Lykken, et Yahr, 2005)

Introduction
19
(v) ExsE
ExsE est le dernier partenaire du réseau de régulation du SSTT. Cette protéine est
positionnée au sommet de la cascade de régulation centrée sur l’activité d’ExsA et
sous sa dépendance. Cette petite protéine basique de 82 acides aminés (poids
théorique de 8,7 kDa) possède une activité de fixation à ExsC. Elle est sécrétée in
vitro par le système de sécrétion de type III lors d’une déplétion du milieu en calcium.
L’injection d’ExsE et son éventuelle toxicité dans la cellule eucaryote restent à
déterminer. Dans la bactérie ExsE serait liée à ExsC qui jouerait le rôle de
chaperonne. En effet, la sécrétion d’ExsE lors de l’activation in vitro, est diminuée
d’un facteur 16 en l’absence d’ExsC (Urbanowski, Lykken, et Yahr, 2005).
Les quatre protéines ExsA, ExsD, ExsC et ExsE forment ainsi une cascade de
régulation sous la dépendance d’ExsA. ExsE, au sommet de cette cascade, couple
la transcription des gènes du SSTT avec l’activation de la sécrétion. En l’absence
d’activation, le canal de sécrétion est fermé, ExsE est fixée à ExsC laissant ExsD
jouer son rôle d’inhibiteur en se fixant à ExsA. Lors de l’activation, ExsE est sécrétée,
ExsC libérée fixe alors ExsD et permet à ExsA d’induire la transcription des gènes du
Figure 4 :
Modèle d’induction in vitro
du SSTT. A, en présence de
calcium le canal de sécrétion
est fermé par PcrV (V), ExsC
est séquestrée par ExsE (E) et
le gène exoS est peu exprimé.
B, lors de la déplétion calcique,
ExsE est sécrétée libérant
ExsC qui séquestre ExsD.
ExsA libérée peut alors activer
l’expression d’exoS. (D’après
Rietch, 2005)

Introduction
20
SSTT. Les évènements permettant la sécrétion d’ExsE lors de l’activation sont
encore inconnus.
L’expression des gènes du SSTT doit dépendre d’un équilibre fin entre les
concentrations des différents constituants de cette cascade. La double interaction
(ExsC-ExsE, ExsC-ExsD) contrôlant l’expression d’ExsA et la présence d’une
transcription constitutive à un faible taux qu’ont montrées des études au laboratoire
et dans d’autres équipes (Wolfgang et al., 2003), permet probablement au système
de détecter et de répondre rapidement aux stimuli d’induction limitant ainsi les
dépenses en énergie.
D’autres voies de régulation, exposées ci-dessous, ajoutent un niveau
supplémentaire de contrôle et de flexibilité au système. Elles permettent de coupler
efficacement la transcription à la sécrétion et une réponse rapide à une induction ou
une répression dictée par les conditions du milieu.
IIA 3-b) Régulation ExsA indépendante
D’autres acteurs, dont l’expression n’est pas connue pour être régulée par ExsA,
modulent également l’expression du SSTT. L’ensemble des interactions est résumé
sur la figure 5.
(i) Effets du métabolisme
Un nombre grandissant d’études tend à montrer que la richesse nutritive de
l’environnement rencontré par les bactéries et les métabolismes mis en jeu dans
l’adaptation à ce milieu influencent de façon spécifique l’expression des facteurs de
virulence. Chez P. aeruginosa, plusieurs voies métaboliques ou protéines du
métabolisme semblent impliquées directement dans la régulation du système de
sécrétion de type III.
L’équipe de Rietsch a mis en évidence qu’une perturbation du métabolisme de
l’histidine module l’expression du SSTT (Rietsch, Wolfgang, et Mekalanos, 2004). La
surexpression du gène PA5097 (hutT) codant la perméase de l’histidine est corrélée
avec une diminution de la transcription du gène codant la toxine ExoS et de la
cytotoxicité SSTT dépendante sur des macrophages. Cette surexpression induit
probablement un transport trop important de l’histidine. L’accumulation intracellulaire

Introduction
21
de cet acide aminé provoquerait une accumulation de ses produits de dégradation et
un déséquilibre entre les sources de carbone et d’azote délétère pour la croissance
bactérienne et la cytotoxicité. Ce phénotype peut être partiellement corrigé par la
mutation du système régulateur à deux composants, CbrAB. Ce système de
senseur-régulateur semble impliqué dans le contrôle d’opérons du catabolisme en
réponse à un déséquilibre dans l’apport en carbone et en azote, sa mutation
permettrait de balancer les effets d’un import et d’un catabolisme excessif de
l’histidine. Des études sur d’autres pathogènes ont également montré une régulation
du SSTT dépendante du métabolisme des acides aminés chez Yersinia et des
acides gras chez Salmonella (Lucas et al., 2000;Ramamurthi et Schneewind, 2002).
D’autres protéines du métabolisme bactérien sont impliquées dans la régulation du
SSTT. Ainsi, Dacheux et al. ont montré, dans la souche CHA issue d’un patient
atteint de mucoviscidose, l’importance des gènes ppX codant une
exopolyphosphatase et dsbA codant une thiol/disulfide oxidoréductase
périplasmique. L’implication de la protéine DsbA dans la maturation des protéines
membranaires du SSTT était déjà connu chez Salmonella typhimurium (Miki, Okada,
et Danbara, 2004). Les auteurs ont également mis en évidence le rôle des sous
unités E1 et E2 de la pyruvate déhydrogénase (PDH) codées par l’opéron aceAB. La
mutation d’un de ces gènes entraîne une forte diminution de la sécrétion des toxines
consécutive à une perte d’induction du SSTT in vitro et une diminution de presque
100% de la cytotoxicité dépendant du SSTT sur des polynucléaires neutrophiles
(Dacheux et al., 2002). Chez un mutant de l’opéron aceAB, bien que l’addition
d’acétate au milieu permette de retrouver une croissance similaire à la souche
parentale, elle ne permet pas une réversion de la répression de l’opéron exsCEBA et
donc de l’activation du SSTT. Plus qu’un effet métabolique global comme c’est
probablement le cas pour le métabolisme de l’histidine, la PDH de P. aeruginosa
pourrait jouer un rôle direct de régulateur transcriptionnel. En réponse à un stress,
elle pourrait coupler modification du métabolisme des acides tricarboxyliques et
modulation de l’expression de facteurs notamment les facteurs de virulence comme
c’est le cas chez Bacillus thuringiensis ou Azotobacter vinelandii (Regnstrom et al.,
1999;Walter et Aronson, 1999).

Introduction
22
Cette modulation du SSTT par les voies métaboliques semble également intervenir
via les modifications sur les ARNs de transfert (ARNt) nécessaires à la traduction
d’ARNs spécifiques. De telles modifications sont impliquées dans la régulation de la
virulence en réponse à une variation des conditions nutritionnelles du milieu (Durand
et Bjork, 2003;Urbonavicius, Durand, et Bjork, 2002). Chez S. flexneri l’absence de
modifications sur certains ARNs de transfert réduit la traduction du régulateur VirF
(homologue d’ ExsA) diminuant ainsi l’expression du SSTT (Durand et al., 2000).
Chez P. aeruginosa, la mutation du gène truA codant une ARNt pseudo-uridine
synthase entraîne une absence d’expression des gènes du SSTT (Ahn et al., 2004).
La pseudo-uridine joue un rôle important dans la structure des ARNs structuraux
(Harrington et al., 1993). Cette modification doit donc être essentielle à la stabilité
et/ou à la fonction d’un ou de plusieurs ARNt nécessaires à la traduction d’un ou des
régulateurs du SSTT de P. aeruginosa.
Les pompes à efflux MexCD-OprJ et MexEF-OprN ont également un effet sur la
transcription des gènes du SSTT. Ces pompes dont l’expression est généralement
réprimée permettent un efflux de molécules dont les antibiotiques. Des mutants
surexprimant ces complexes protéiques voient la transcription d’exsA diminuer et
ainsi celle de l’ensemble des gènes du SSTT lors d’une activation in vitro. Ce
phénotype peut être dû à une sécrétion du signal activant le SSTT, ou à une
modification du métabolisme due à une sécrétion accrue de métabolites résultant de
la surexpression des pompes à efflux. Il est intéressant de noter que la surexpression
d’autres pompes que celles citées ci-dessus n’induit pas de répression du SSTT
(Linares et al., 2005) laissant supposer un rôle spécifique du ou des régulateurs de
ces pompes sur le SSTT.
(ii) Les régulateurs globaux
Le SSTT de P. aeruginosa est également sous le contrôle de régulateurs globaux de
la virulence. Ainsi la protéine Vfr est essentielle à la transcription des gènes du
SSTT. Son activité nécessite la présence d’AMPc synthétisé par deux adénylates
cyclases CyaA et CyaB. Vfr, membre de la famille des protéines de type CRP, régule
également des facteurs de virulence tels que le pili de type IV et le système de
sécrétion de type II (Wolfgang et al., 2003). La protéine CRP (cAMP receptor protein)
d’E. coli interagit avec l’AMPc et joue le rôle de régulateur transcriptionnel en se
fixant sur les promoteurs des gènes cibles. De précédentes études ont déjà montré

Introduction
23
que l’AMPc et son récepteur sont impliqués dans la régulation du SSTT de Yersinia
enterocolitica (Petersen et Young, 2002).
Les systèmes de régulateur à deux composants jouent également un rôle dans la
modulation de l’expression des gènes du SSTT en réponse à une modification du
milieu captée par le senseur.
Le système senseur-régulateur CopR-CopS, impliqué dans la résistance au stress
induit par le Cu2+
, réprime l’expression des gènes du SSTT en présence de cuivre.
Cette répression est effectuée par l’intermédiaire de la protéine PtrA dont
l’expression est contrôlée par CopR-CopS. PtrA est capable de se fixer
spécifiquement à ExsA et d’en réprimer l’activité conduisant à la répression des
autres gènes du SSTT. Un mutant ptrA présente quant à lui une augmentation de la
sécrétion des toxines ExoS et ExoT(Ha et al., 2004). Lors de l’induction in vitro du
SSTT, l’EGTA utilisé comme chélateur du Ca2+
pourrait également l’être pour le Cu2+
induisant une diminution d’expression du gène ptrA et donc une augmentation
d’ExsA libre.
Une autre protéine, RetS, aussi nommée RtsM, possédant des homologies avec les
protéines constituant les systèmes de type senseur-régulateur, régule l’expression du
SSTT. RetS est une protéine hybride possédant à la fois un domaine senseur avec
une possible activité kinase et deux domaines régulateur de réponse en tandem.
Cependant, elle ne possède pas de domaine de fixation à l’ADN comme la plupart
des régulateurs de réponse connus. RetS régule de façon positive l’expression des
gènes impliqués dans la pathogénicité de P. aeruginosa, notamment la transcription
d’exsA. Les essais de complémentation d’un mutant ∆retS avec le régulateur Vfr ont
montré qu’il agit en aval de RetS(Goodman et al., 2004;Laskowski, Osborn, et
Kazmierczak, 2004;Zolfaghar et al., 2005). La déplétion calcique lors de l’activation
du SSTT n’a pas d’effet sur la transcription de RetS. Cependant, il n’est pas exclu
que des modifications post-traductionnelles lors du changement de concentration en
calcium active ce régulateur.
(iii) Rôle du « quorum sensing » et du phénotype mucoïde
L’expression des gènes du système de sécrétion de type III semble également
régulée par des systèmes modulés par la densité bactérienne. Il s’agit d’une part du
facteur sigma alternatif de réponse au stress et à la densité cellulaire, RpoS et
d’autre part d’au moins un des systèmes de quorum sensing (QS) de P. aeruginosa,

Introduction
24
RhlI/R (voir chapitre III pour les systèmes de quorum sensing). Hogardt et al. ont
montré que la transcription d’exoS lors d’une déplétion calcique est supérieure chez
un mutant d’une de ces protéines par rapport à la souche parentale. Dans le cas du
mutant rhlI, la supplémentation du milieu en C4-homosérine lactone, produite
normalement par RhlI, permet de rétablir un niveau de transcription similaire à la
souche parentale(Hogardt et al., 2004). Le facteur de transcription RpoS et la
synthase RhlI sont donc impliqués dans un mécanisme de répression de l’expression
de la toxine ExoS lors d’une activation du SSTT in vitro. Il a été montré que
l’expression de RpoS se trouve en partie sous le contrôle du système de quorum
sensing RhlI/R (voir chapitre III-B). La répression exercée par ces protéines pourrait
donc se dérouler en cascade, RhlI agissant en amont de RpoS. Récemment, Bleves
et al. ont confirmé le rôle répresseur de RhlI et du signal C4-HSL sur l’expression
d’ExoS (Bleves et al., 2005). Cependant, il est intéressant de noter que l’expression
du gène ExoU ne semble pas déréprimée par une mutation du gène rpoS (Hogardt
et al., 2004) et que l’expression du régulateur exsA n’est pas non plus influencée par
une mutation du gène rhlI (Bleves et al., 2005). Ces données indiqueraient que RhlI
et RpoS ont une influence différente selon les gènes du SSTT ou les souches de P.
aeruginosa.
Hogardt et al. ont également montré que l’expression d’ExoS est réprimée lors d’une
croissance en biofilm, dont la formation est contrôlée par le quorum sensing et RpoS.
L’hypothèse d’une répression du SSTT, pour les bactéries se développant sous
forme de biofilm, est appuyée par deux autres études. La première montre
l’implication du gène algR dans la répression du SSTT (Wu et al., 2004). AlgR est un
régulateur nécessaire à la synthèse de l’alginate, un des composants du biofilm chez
P. aeruginosa sous le contrôle d’AlgU (Deretic et al., 1994;Wozniak et Ohman,
1994). La seconde met en évidence qu’un système de régulation à trois composants,
codé par l’opéron sadRS et le gène sadA, intervient dans la formation du biofilm et
dans l’expression du SSTT. En effet un mutant sadRS est défectif dans la formation
d’un biofilm mature et montre une dérépression du SSTT lors de la croissance en
biofilm. De plus, une surexpression de sadRS entraîne une répression du SSTT en
mode de croissance planctonique. De façon surprenante, des mutants de sécrétion
du SSTT testés pour leur capacité à former des biofilms montrent une augmentation
de cette formation de biofilm (Kuchma, Connolly, et O'Toole, 2005). La relative
protection contre les défenses immunitaires conférée par le biofilm rend le SSTT

Introduction
25
« inutile » dans cet environnement. Il semble donc que la bactérie ait développé un
système permettant de coordonner production des composants du biofilm et
extinction du SSTT. Ces observations sont en accord avec d’autres études montrant
que les bactéries mucoïdes, isolées de patients atteints de mucoviscidose,
possèdent un SSTT non inductible par un signal in vitro ou in vivo (Dacheux, Attree,
et Toussaint, 2001;Jain et al., 2004).

Introduction
26
ME
MI
ExsA
Translocon
exsCEBA
DsBA
Toxines du SSTT
TruA
ARNt modifié ?
Etat métabolique
Disponibilité des acides
aminés
?
CyaAB
AMPc
Vfr
RpoS
RhlI
CopR/S
PtrA
Cu2+
RetS
Biofilm
SadARS
PDH
PpX
Activation
Répression
Facteur de
transcription
Régulateur à deux
composants
Enzyme
AlgR
Pompes d’efflux
MexCD / OprJ
MexEF / OprN
Gène ou
opéron
Translocon
ME
MI Membrane interne
Membrane externe
ME
MI
ExsA
Translocon
exsCEBA
DsBA
Toxines du SSTT
TruA
ARNt modifié ?
Etat métabolique
Disponibilité des acides
aminés
?
CyaAB
AMPc
Vfr
RpoS
RhlI
CopR/S
PtrA
Cu2+
RetS
Biofilm
SadARS
PDH
PpX
Activation
Répression
Facteur de
transcription
Régulateur à deux
composants
Enzyme
AlgR
Pompes d’efflux
MexCD / OprJ
MexEF / OprN
Gène ou
opéron
Translocon
ME
MI Membrane interne
Membrane externe
Figure 5 : Régulation transcriptionnelle du SSTT indépendante d’ExsA chez P. aeruginosa. Les
interactions des protéines entre elles ou avec le promoteur des gènes ne sont pas forcément directes.
Les protéines avec une fonction similaire sont représentées par la même forme.

Introduction
27
II-B. La régulation du SSTT chez les autres bacilles pathogènes à
Gram négatif
II B-1. Les Yersiniae
Il existe trois espèces de Yersinia pathogènes. Elles infectent les rongeurs et
peuvent être transmises à l’homme par l’intermédiaire des ectoparasites comme les
puces. L’espèce la plus connue est Yersinia pestis, l’agent de la peste. Les deux
autres espèces, Yersinia enterocolitica et Yersinia pseudotuberculosis, provoquent
chez l’homme des gastro-entérites plus ou moins sévères (Cornelis et Wolf-Watz,
1997). Le SSTT de ces trois espèces de Yersinia pathogènes est celui qui a fait
l’objet du plus grand nombre d’études avec celui des Salmonellae. Chez ces
bactéries, il est également activé par le contact avec une cellule hôte. In vitro,
comme P. aeruginosa, il répond à la déplétion du milieu en calcium mais nécessite
aussi une température de 37°C. L’expression des opé rons du SSTT chez Yersinia
dans ces conditions requiert les protéines VirF et YmoA. VirF, un régulateur de type
AraC comme ExsA, est transcrit essentiellement à 37°C et active les opérons yop
(Yersinia outer protein) codant les substrats du SSTT et l’opéron virC codant les
composants du système. YmoA est une histone bactérienne qui intervient dans la
modification de la structure de l’ADN et réprime l’expression des gènes du SSTT.
L’activation des opérons yop par VirF nécessite d’abord un changement de
conformation de l’ADN favorable à la transcription (Lambert, Sluiters, et Cornelis,
1992). Cette modification intervient lorsque la dégradation de YmoA par les
protéases ClpXP et Lon est augmentée à 37°C (Jackso n, Silva-Herzog, et Plano,
2004). Chez P. aeruginosa, on peut également penser que la conformation de l’ADN
est importante pour la régulation du SSTT puisque la protéine Vfr joue un rôle
important. En effet, l’homologue de Vfr chez E. coli, CRP, influence la conformation
de l’ADN lorsqu’elle interagit avec celui-ci et joue le rôle d’activateur notamment dans
la régulation de l’opéron arabinose.
D’autres protéines interviennent dans la régulation du SSTT chez les trois espèces
de Yersinia pathogènes. LcrQ chez Y. pseudotuberculosis, et ses homologues
YscM1 et 2 chez Y. enterocolitica sont des protéines sécrétées par le SSTT qui ont
une activité inhibitrice sur ce système (Ramamurthi et Schneewind, 2002). Les

Introduction
28
mutants LcrQ ou YscM1-2 expriment les gènes du SSTT même dans des conditions
défavorables (forte concentration en calcium). La régulation réalisée par ces
protéines se déroulerait au niveau post-transcriptionnel par action sur les parties non
traduites des ARN messagers (Cambronne et Schneewind, 2002). L’interaction entre
les protéines YscM1 et 2 et la chaperonne SycH lèverait cette répression
(Cambronne, Sorg, et Schneewind, 2004).
Contrairement aux protéines LcrQ/YscM, dont l’activité inhibitrice dans le cytoplasme
est levée lors de leur liaison à SycH puis leur sécrétion, la protéine LcrH est un
répresseur qui reste exclusivement cytoplasmique. Fixée à YopD, un constituant du
SSTT dont elle permet la stabilisation et une sécrétion efficace, elle réprime
l’expression des Yops par un mécanisme post-transcriptionnel. Bien que ne
possédant pas d’activité ribonucléase, ce complexe induit indirectement une
dégradation des ARNs des Yop (Anderson et al., 2002).
Il existe également une régulation de la sécrétion exercée par le couple LcrG/LcrV.
LcrV est une protéine secrétée par le SSTT qui a comme chaperonne de type Syc
LcrG. La mutation du gène lcrV induit une absence de sécrétion des Yops. Celle du
gène lcrG induit un phénotype dit de perte de spécificité qui se caractérise par une
sécrétion des toxines dans le milieu lors d’une infection cellulaire alors que les Yops
sont normalement exclusivement injectées et par une sécrétion indépendante de la
concentration en calcium in vitro (Lee, Tam, et Schneewind, 2000;Matson et Nilles,
2001).
II B-2. Salmonella typhimurium
Actuellement, Salmonella est le seul genre bactérien à posséder deux SSTT (Shea
et al., 1996). Ces deux systèmes jouent des rôles différents dans les phases
d’invasion de la bactérie. Le premier cluster de gènes, SPI.1 (Salmonella
Pathogenicity Island 1), permet aux pathogènes de passer la barrière de la
muqueuse intestinale. Le deuxième cluster de gènes, SPI.2 (Salmonella
Pathogenicity Island 2), est nécessaire à la bactérie pour la phase d’invasion
systémique. Ces deux systèmes sont donc activés à différents stades de l’infection
(Galán, 2001). Le SSTT codé par les gènes du SPI.1 (SSTT.1) est exprimé par
Salmonella dans la lumière du tractus intestinal, alors que le SSTT codé par les

Introduction
29
gènes du SPI.2 (SSTT.2) est exprimé seulement quand les bactéries ont pénétré
dans les cellules eucaryotes.
L’activation in vitro du SSTT.1 de S .typhimurium nécessite des conditions
environnementales extrêmement particulières. En effet, il faut simultanément un
faible taux d’oxygène, une forte osmolarité, et un pH voisin de 8 (Bajaj et al., 1996).
Ces conditions sont celles de la lumière du tractus intestinal et permettent donc aux
gènes du SSTT d’être activés uniquement quand les bactéries se trouvent sur le site
d’invasion. La température n’est pas un facteur environnemental déterminant pour
l’activation du SSTT.1, cependant comme pour Yersinia, la protéine H-NS
apparentée aux histones et jouant un rôle dans la structure de l’ADN, est impliquée
dans la régulation de l’expression des gènes du SPI.1, mais son activité n’a pas été
montrée influencée par la température (Schechter et al., 2003).
Il existe deux facteurs de transcription codés dans le SPI.1. HilA est nécessaire à
l’expression de tous les gènes du SPI.1 (Bajaj, Hwang, et Lee, 1995). Ce facteur de
transcription, dont le gène n’est pas autorégulé, est impliqué dans la perception des
conditions environnementales activant le SSTT.1 et se fixe aux promoteurs des
gènes invF et prgH (Bajaj et al., 1996). InvF est le deuxième facteur de transcription
dont le gène se localise dans le SPI.1 et il contrôle l’expression des promoteurs du
cluster inv-spa (Darwin et Miller, 1999;Kaniga, Bossio, et Galan, 1994). L’activité
d’InvF est conditionnée par sa liaison avec SicA. SicA est la chaperonne des toxines
du SPI.1, SipB et SipB. Lors de l’activation de la sécrétion, SicA se retrouve libre et
peut lier InvF pour activer la transcription (Miller, 2002).
Deux autres facteurs de transcription régulent l’activation du SSTT.1 mais ne sont
pas codés dans le SPI.1 : SirA et PhoP. SirA est l’élément de réponse du système à
deux composants BarA/SirA. Ce système permet l’augmentation de l’expression des
gènes de virulence pendant que l’expression des gènes de mobilité diminue. SirA
active la virulence directement en augmentant l’expression de HilA pendant que
l’activité du flagelle est réprimée indirectement via l’activation de l’expression du
gène csrB (Teplitski, Goodier, et Ahmer, 2003).
PhoP semble être un régulateur négatif du SSTT.1. En effet, il entraîne une
répression de l’expression de hilA (Garcia, Soncini, et Groisman, 1996). PhoP est
activée après avoir été phosphorylée par PhoQ, en réponse à un changement de la
concentration d’ions divalents dans le milieu. Il est donc possible que la faible
concentration en calcium dans les vacuoles de phagocytose soit un signal réprimant

Introduction
30
l’expression du SSTT.1 après l’internalisation des bactéries. Une étude récente a
décrit une interaction spécifique entre les protéines HilE et HilD, intervenant dans la
régulation de l’expression du SSTT.1 (Baxter et al., 2003). En effet, HilD est un
activateur du promoteur de hilA, la fixation de HilE sur HilD agit comme anti-
activateur de cette protéine.
Les mécanismes de la régulation de l’expression du SSTT.2 commencent à être
décryptés. Garmendia et al. ont montré que le système à deux composants
SsrA/SsrB contrôle l’expression des gènes de l’appareil de sécrétion et des gènes
codant pour les effecteurs, en réponse à différents signaux environnementaux de
type faible osmolarité, pH acide ou encore faible concentration en calcium
(Garmendia et al., 2003).
II B-3. Escherichia coli enteropathogènes
Les Escherichia coli entéropathogènes (EPEC) sont des bactéries responsables
d’infections intestinales sévères. Elles diffèrent des autres souches d’E. coli par leur
capacité à former des microcolonies sur la surface de ces cellules. Les EPEC sont
responsables de la plupart des diarrhées infantiles dans les pays en voie de
développement. Après être entré en contact avec l’épithélium intestinal, les EPEC
s’attachent de façon plus intime aux cellules épithéliales et entraînent la disparition
des microvillosités et la formation d’un renflement de la cellule sur lequel la bactérie
peut se développer (figure 6). Ce processus de colonisation nécessite la présence
d’une adhésine bactérienne, l’intimine, et du SSTT (Scaletsky, Silva, et Trabulsi,
1984). L’intimine se fixe de façon spécifique sur le récepteur Tir (translocated intimin
Figure 6 : Interaction entre EPEC
et une cellule épithéliale.
Le SSTT permet d’induire la
formation d’un renflement
(pedestal) sur la membrane de la
cellule cible favorisant
l’attachement de la bactérie via
l’interaction intimine–récepteur
Tir. (Frankel et al)

Introduction
31
receptor), localisé dans la membrane de la cellule épithéliale à proximité directe de la
zone d’attachement initiale de la bactérie sur la cellule. Ce récepteur d’origine
bactérienne est injecté dans la cellule par l’intermédiaire du SSTT des EPEC puis
exposé sur la membrane de la cellule cible ce qui permet l’interaction avec l’intimine.
Le SSTT des EPEC est porté par un locus de 35.5 kb sur l’ADN chromosomique de
la bactérie, appelé LEE (Locus of Enterocyte Effacement) composé de 5 opérons. Ce
locus est aussi retrouvé chez d’autres souches, telles que les souches d’E. coli
entérohémoragiques (EHEC). L’expression du SSTT chez les EPEC dépend de la
température. Des bactéries cultivées à 28°C ne prés entent pas de phénotype de
sécrétion. La virulence maximale est observée à 37°C en début de phase
exponentielle de croissance (Umanski, Rosenshine, et Friedberg, 2002). In vivo, le
SSTT des EPEC est un système contact dépendant. In vitro, la croissance en milieu
de culture eucaryote (RPMI, DMEM) est nécessaire à la sécrétion des protéines Esp
(Kenny et al., 1997). En effet, les protéines de type III des EPEC ne sont pas
sécrétées dans les milieux de culture bactérien du type milieu LB.
Comme dans la plupart des autres SSTT, l’activation de la virulence chez les EPEC
nécessite un activateur transcriptionnel de type AraC, PerA. Cette protéine est codée
au niveau de l’opéron perABC, localisé sur un plasmide de virulence nommé « EPEC
adherence factor (EAF) plasmid ». PerA active sa propre expression et celle du
régulateur Ler, codé par le premier gène de l’opéron LEE1. Cette protéine est
essentielle pour l’expression de la majorité des opérons LEE chez les EPEC. Le
plasmide EAF n’est pas retrouvé chez les EHEC mais il existe des homologues à
l’activateur PerC, codés par l’opéron pchABC situé sur le chromosome (Iyoda et
Watanabe, 2004).
D’autres gènes codés au niveau du LEE1 régulent également l’activation du SSTT. Il
s’agit de GrlR et GrlA, qui sont respectivement inhibiteur et activateur du gène ler.
D’autres régulateurs, non codés au niveau du LEE, interviennent dans la régulation
du SSTT chez les EPEC, notamment des protéines associées à la chromatine telle
que H-NS, Fis ou IHF(Bustamante et al., 2001;Goldberg et al., 2001;Umanski,
Rosenshine, et Friedberg, 2002) dont un homologue, YmoA, est également impliqué
dans la régulation du SSTT chez Yersinia. Des gènes reliés au quorum sensing sont
aussi importants pour la régulation de l’expression du LEE chez les EHEC et les
EPEC. L’opéron LEE1 est stimulé par le régulateur QseA, qui est activé via une
cascade de transductions impliquant les signaux AI2 et AI3. Il a également été

Introduction
32
montré que le facteur sigma RpoS, contrôlé par le quorum sensing, inhibe
l’expression de l’opéron pchABC contrôlant le SSTT tout comme chez P. aeruginosa
pour laquelle RpoS inhibe l’expression d’exsA (Iyoda et Watanabe, 2005;Sircili et al.,
2004;Sperandio et al., 2003) (figure 7).
II B-4. Un schéma de régulation commun
Bien qu’ils présentent des réseaux de régulation différents, les SSTT de ces
différents bacilles à Gram négatif possèdent le même principe de régulation.
L’activateur principal est un membre de la famille AraC et son activité dépend de ses
interactions avec une autre protéine. Au sommet de la cascade se trouve un
régulateur négatif, codé par l’un des opérons du SSTT, qui est une protéine secrétée
par le SSTT. Les divergences se rencontrent au niveau des détails de régulation et
d’interaction avec cet inhibiteur (figure 8). Chez Salmonella et Shigella, la protéine
qui lie le régulateur principal (InvF et MxiE) est une chaperonne des toxines du SSTT
(SicA et IpgC) qui agit comme un co-activateur. Chez Yersinia, le complexe
Figure 7 : Régulation du SSTT (cluster LEE) chez les E. coli entéropathogènes (EPEC)
et entérohémoragiques (EHEC). Les protéines, molécules et interactions retrouvées
chez les EPEC sont symbolisées en rouge, chez les EHEC en bleu et chez les deux
types d’E.coli pathogènes en noir. Comme pour P. aeruginosa, on voit qu’il existe des
boucles de rétrocontrôle positives et négatives pour la régulation du SSTT et que RpoS
réprime le SSTT en agissant sur le régulateur clé du système.
Ler
GrlR GrlA
PerABC
PchABC
LEE
H-NS
RpoS
QseA
Quorum sensing:
LuxS-AI2 / AI3
Ler
GrlR GrlA
PerABC
PchABC
LEE
H-NS
RpoS
QseA
Quorum sensing:
LuxS-AI2 / AI3

Introduction
33
chaperonne-substrat (YopD-LcrH) et l’inhibiteur sécrété (LcrQ/YscM) lient les ARNm
pour empêcher leur traduction. Chez P. aeruginosa, c’est l’anti-activateur (ExsD) qui
est régulé par une chaperonne du SSTT (ExsC). Il semble également que la
topologie de l’ADN, contrôlée par des protéines de type histone, ait un rôle dans la
répression du SSTT. Tous les acteurs de cette régulation ne sont pas connus chez
toutes les bactéries. Ainsi, aucun répresseur sécrété n’a encore été mis en évidence
chez les E. coli pathogènes et le mécanisme de répression par modification de la
structure de l’ADN n’a pas été démontré chez P. aeruginosa.
L’ensemble des réseaux de régulation montre également que l’activation du SSTT
chez les bacilles à Gram négatif et notamment chez P. aeruginosa, nécessite
l’intégration de conditions environnementales, en plus d’être dépendante du contact
avec son hôte. Ces systèmes permettent ainsi l’expression de plus d’une vingtaine
de protéines en un lieu et un moment précis où elles sont vraiment nécessaires.
Figure 8 : Principe de base de la régulation des SSTT avec ou sans activation de la sécrétion.
L’expression des gènes par l’activateur principal, de type AraC (A), est bloquée par un
répresseur (R) qui est sécrété par le SSTT lors de l’activation. Les différents types d’actions
possibles du répresseur sont représentés mais ne sont pas retrouvés dans toutes les bactéries.
RSignal
d’activation
R
Gènes du SSTT
A
A
ME
MI
ME
MI
RA RA
Activateur
principal
Represseur
R
A
C
C
R
C
R
C
Co-inducteur
RSignal
d’activation
R
Gènes du SSTT
A
A
ME
MI
ME
MI
RA RA
Activateur
principal
Represseur
R
A
C
C
R
C
R
C
Co-inducteur

Introduction
34
II B-5. SSTT et mucoïdie
Dans le cas d’une infection chronique à P. aeruginosa, le SSTT et la capacité à
former un biofilm jouent un rôle important. Le SSTT facilite la colonisation lors de la
première infection et la dissémination de la bactérie dans l’hôte une fois l’infection
installée. Le phénotype mucoïde avec formation du biofilm, permet la persistance de
la bactérie. Cependant, la cytotoxicité dépendante du SSTT peut être difficilement
associée au développement sous forme de biofilm puisque le SSTT est réprimé sous
ce mode de croissance. Le développement de nouvelles thérapies contre P.
aeruginosa, en particulier lors d’une infection pulmonaire chronique, bénéficierait
grandement de la compréhension des mécanismes conduisant à cette répression.
Dans cette optique, nous avons voulu déterminer quels sont les mécanismes mis en
jeu pour le passage d’une bactérie mobile, non mucoïde, avec un SSTT actif à une
bactérie mucoïde avec un SSTT réprimé ?
Le quorum sensing qui joue un rôle important dans la formation du biofilm et la
régulation de nombreux facteurs de virulence pourrait être un des mécanismes
impliqués (Kuchma, Connolly, et O'Toole, 2005).

Introduction
35
III. Le Quorum Sensing
III-A. Généralités
Face à une modification de leur environnement, les bactéries ont besoin de
coordonner la réponse dans l’ensemble de la population en modifiant un grand
nombre de gènes. Cette régulation est notamment permise par une communication
intercellulaire, que l’on pensait jusqu’il y a peu de temps réservée aux organismes
pluricellulaires.
Les bactéries produisent en effet des molécules de signalisation diffusibles qui
s’accumulent dans l’environnement au cours de la croissance. Ces phéromones
bactériennes permettent à chaque cellule de « sentir » lorsqu’une unité de population
ou quorum bactérien (ou densité de population) est atteint et d’initier un
comportement concerté de toute la population bactérienne. Lorsque la densité de
population devient suffisante, ce mécanisme de régulation globale, défini par le
terme de « quorum sensing », permet aux bactéries de coordonner rapidement au
sein de la population, l’expression de gènes spécifiques.
Décrit pour la première fois chez Vibrio fischeri pour le phénomène de
bioluminescence, ce mécanisme a été aujourd’hui identifié chez de nombreuses
bactéries (à Gram-négatif et à Gram-positif). Il est connu pour réguler, en fonction de
la densité de population, des processus impliqués dans l’adaptation métabolique et
la virulence : production de facteurs de virulence, développement de la compétence
génique, formation du biofilm et mobilité (de Kievit et Iglewski, 2000;Kleerebezem et
al., 1997;Withers, Swift, et Williams, 2001). Récemment, il a été montré que ce
mécanisme de régulation globale semble pouvoir intervenir aux différents stades de
la croissance bactérienne et durant les phénomènes de stress (Van Delden, Comte,
et Bally, 2001).
La régulation via le quorum sensing s’effectue toujours selon le même modèle avec
des variations spécifiques à chaque organisme. Le quorum sensing fait intervenir
trois acteurs principaux : un signal également appelé autoinducteur, un mécanisme
permettant la synthèse de ce signal et un régulateur transcriptionnel. Bien que le

Introduction
36
mécanisme de quorum sensing soit retrouvé chez les bactéries à Gram négatif et à
Gram positif, les acteurs sont très différents et peuvent être classés en trois
groupes : le système LuxI/R chez les bactéries à Gram négatif qui utilise
généralement des homosérines lactones comme signal, le système des bactéries à
Gram positif avec des oligopeptides modifiés comme autoinducteur, et les systèmes
hybrides (Henke et Bassler, 2004). La figure 9 résume ces trois systèmes et présente
des exemples de différents autoinducteurs et systèmes régulés par le quorum
sensing.
III A-1. Le quorum sensing chez les bactéries à Gram positif :
Oligopeptides et Régulateurs à deux composants
Chez les bactéries à Gram positif le signal est un oligopeptide, obtenu à partir d’un
précurseur protéique et sécrété via un transporteur ABC. Lorsque la concentration de
ce peptide dans le milieu atteint le seuil de stimulation, il est détecté par un système
de signalisation à deux composants (senseur-régulateur). L’interaction du peptide
avec le senseur provoque l’autophosphorylation et l’activation de celui-ci qui
transfère alors un groupement phosphate sur le régulateur. Le régulateur
phosphorylé active alors la transcription de gènes cibles (Surette et Bassler, 1998).
Le quorum sensing chez les bactéries à Gram positif est notamment impliqué dans
l’acquisition de la compétence génétique chez Bacillus subtilis et la virulence chez
Staphylococcus aureus (Kleerebezem et al., 1997;Yarwood et Schlievert, 2003).

Introduction
37
Figure 9 : Les trois principaux groupes de quorum sensing : LuxI/R , Oligopeptides et
système à deux composants, et le système hybride. Les pentagones rouge représentent les
acyl homosérines lactones (AHLs) ; les lignes bleues les oligopeptides et les triangles oranges
l’autoinducteur 2 (AI-2). Les principaux autoinducteurs et systèmes, contrôlés par le quorum
sensing, les plus étudiés sont exposés sous chaque groupe. HPt, histidine phosphotranférase ; P,
phosphate ; RR, régulateur de réponse ; SHK, senseur histidine kinase (Henke et Bassler 2004).

Introduction
38
III A-2. Le quorum sensing chez les bactéries à Gram négatif : le
système LuxI/LuxR
Ce système de quorum sensing est médié par des acyl-homosérines lactones (acyl-
HSLs) produites par une synthase nommée I et reconnues par un régulateur R
(figure 10). A faible densité cellulaire, le niveau basal d’expression de la synthase est
faible. Les acyl-HSLs diffusent dans le milieu et s’accumulent au cours de la
croissance. Lorsque la concentration atteint un seuil, l’acyl-HSL interagit avec son
récepteur spécifique. La formation de ce complexe entraîne la modulation de
l’expression des gènes cibles dont le gène de la synthase I, d’où l’appellation
d’autoinducteur pour les acyl-HSLs. Du fait de la diffusion du signal et de cette
boucle d’auto-induction, l'induction d'une bactérie induit celle des bactéries voisines
aboutissant ainsi à une réponse coordonnée de l'ensemble de la population.
Peu de bactéries
Faible [acyl-HSL]
Gènes cibles éteints
Croissance bactérienne
Augmentation [acyl-HSL]
Gènes cibles éteints
Quorum bactérien
Autoinduction [acyl-HSL]
Gènes cibles actifs
r
i
I
Substrat
ir
I
Substrat
+
+
Autoinduction
Acyl-HSL
Variation
génotypique/phénotypique
Communication cellulaire
Gènes cibles
R R
R
Figure 10 : Mécanisme du quorum sensing médié par les homosérines lactones. r/R : régulateur
(gène/protéine) ; i/I : synthase (gène/protéine), [acyl-HSL] : concentration en acyl-HSL.

Introduction
39
IIIA 2-a) Les acyl-homosérines lactones
De nombreuses acyl-HSLs sont produites par les bactéries. Elles se différencient par
leur chaîne acyl. Ces molécules diffusent librement à travers la paroi bactérienne
dans le cas du signal C4-HSL de P. aeruginosa ou font l’objet d’un transport actif par
le biais de pompes d’efflux pour le signal 3-oxo-C12-HSL de la même bactérie
(Pearson, Van Delden, et Iglewski, 1999). La longueur de la chaîne carbonée du
groupe acyl, influençant l’hydrophobicité de la molécule, déterminerait son mode de
transport.
IIIA 2-b) Les synthases I
Trois familles de synthases d’acyl-HSLs ont été décrites et groupées selon leurs
homologies de séquences. Chaque classe ne partage aucune homologie avec les
autres. La classe I regroupe les enzymes possédant une similarité avec LuxI (V.
fischeri) (Fuqua et Greenberg, 1998). La classe II regroupe aujourd’hui les enzymes
LuxM (V. harveyi), AinS (V. fischeri) et VanM (V. anguillarum) (Gilson, Kuo, et
Dunlap, 1995;Milton et al., 2001). La dernière classe (III) possède actuellement un
seul membre, HdtS, isolé chez P. fluorescens (Laue et al., 2000).
Bien que ces enzymes soient différentes, le mécanisme de synthèse des acyl-HSLs
reste identique. Ces synthases catalysent la liaison de la S-adénosyl-méthionine
(SAM) avec la chaîne d’acide gras d’une acyl-acyl-carrier protein (acyl-ACP),
suggérant une convergence au cours de l’évolution dans le mécanisme de synthèse
des autoinducteurs.
IIIA 2-c) Les régulateurs R
Deux classes de régulateurs ont été décrites.
Les régulateurs dits de classe I, de la famille LuxR (V. fischeri) agissent sous forme
dimérique et sont constitués de deux modules fonctionnels :
− un domaine de liaison à l’homosérine lactone en partie N-terminale.
− un domaine régulateur de la transcription avec un motif hélice-tour-hélice de
fixation à l’ADN.

Introduction
40
La liaison de l’autoinducteur avec le régulateur induit une modification de structure
rendant le domaine régulateur accessible et fonctionnel.
La seconde classe de régulateurs n’a pour l’instant été mise en évidence que chez le
genre Vibrio. Il s’agit de protéines homologues aux senseur-régulateur hybrides
intervenant dans les systèmes de régulation à deux composants. Ils nécessitent
l’intervention d’autres partenaires pour répondre aux autoinducteurs.
Ces systèmes de type LuxI/R semblent exclusivement réservés à la communication
au sein d’une espèce. Chacune produit un signal qui diffère de celui produit par la
plupart des autres bactéries et les régulateurs sont très sensibles à la structure de
l’autoinducteur. Une petite modification de la molécule induit une absence de
reconnaissance par le senseur voire une inhibition du système. Les bactéries
semblent cependant avoir développé un mécanisme de communication entre
espèces différentes toujours basé sur le mode quorum sensing.
III A-3. La communication inter espèces : le cas du signal AI2 et de la
synthase LuxS
La première communication inter-espèces, via un mécanisme de quorum sensing
différent de celui médié par les acyl-HSLs ou les oligopeptides, a été mise en
évidence par Bassler en 1999 entre E. coli, S. typhimurium et V. harveyi (Surette,
Miller, et Bassler, 1999). D’abord découvert chez V. harveyi, le signal nommé AI2,
est produit par un grand nombre de bactéries à Gram positif et à Gram négatif et
nécessite la présence de la protéine LuxS. Contrairement aux autres signaux quorum
sensing, la voie de synthèse et les intermédiaires pour la production de l’AI2 sont
identiques dans toutes les bactéries étudiées produisant l’AI2.
Chez la plupart des bactéries répondant au signal AI2, celui-ci est impliqué dans la
formation de biofilm regroupant plusieurs espèces et dans la régulation de facteurs
de virulence entre espèces (Fong et al., 2001;McNab et Lamont, 2003). Cependant
le mécanisme de reconnaissance et de transmission du signal n’a été mis à jour que
chez trois espèces (V. harveyi, V. cholerae, S. typhimurium).
Ce type de quorum sensing pourrait être un signal supplémentaire pour l’adaptation
à un nouvel environnement multi bactérien. Dans le cas de bactéries pathogènes, la

Introduction
41
détection de ce signal permettrait l’expression de systèmes en adéquation avec
l’environnement. C’est ce que suggèrent les résultats obtenus par Duan et al. En
effet, lors d’infections pulmonaires chez le rat par P. aeruginosa en présence de flore
oropharyngée, les lésions causées par le pathogène sur le tissu sont plus
importantes (Duan et al., 2003).
III-B. Le quorum sensing chez P. aeruginosa
La régulation via le quorum sensing est essentielle dans la pathogénie de P.
aeruginosa notamment lors des infections pulmonaires chroniques. Elle contrôle
entre autres l’adhésion, la formation de biofilm, et l’expression d’une batterie de
facteurs de virulence permettant à la fois la progression de l’infection et la
persistance des bactéries dans les poumons (Imamura et al., 2005;Smith et Iglewski,
2003).
P. aeruginosa possède deux systèmes complets de quorum sensing basés sur les
homosérines lactones nommés LasI/R et RhlI/R (figure 11). LasI, appartenant à la
famille des synthases de type LuxI, synthétise la molécule signal 3-oxo-C12-HSL. Ce
premier autoinducteur appelé PAI1 (Pseudomonas AutoInducer 1) se lie au
régulateur LasR, homologue à LuxR (Gambello et Iglewski, 1991;Pearson et al.,
1994). Le couple LasR-PAI1 régule l’expression d’une variété de gènes cibles. Il
active notamment l’expression de facteurs de virulence tels que les élastases LasA
et LasB et l’exotoxine A (ToxA). Ce premier système de QS régule aussi de façon
positive certains gènes constituant l’appareil de sécrétion de type II en activant
l’opéron xcp (Smith et Iglewski, 2003) couplant ainsi la synthèse des toxines et des
constituants du système permettant leur export. Une fois activé par la 3-oxo-C12-
HSL, LasR active également le gène lasI créant ainsi une boucle d’auto-induction
(Seed, Passador, et Iglewski, 1995).

Introduction
42
Le second système de régulation par quorum sensing chez P. aeruginosa est codé
par les gènes rhlI et rhlR. RhlI catalyse la synthèse d’une HSL, la C4-HSL (Ochsner
et Reiser, 1995). Ce second autoinducteur, nommé PAI2, se lie au régulateur RhlR
pour l’activer. Le complexe RhlR-C4-HSL régule notamment l’expression des gènes
lasR lasI
LasR
lasR
LasI
rhlR rhlI
RhlI
RhlR
+
Activé
Activé
Inactif
Inactif
rpoS
RpoS
Adaptation à la
phase stationnaire /
Stress
ToxA
LasA
PQS
3-oxo-C12-HSL
C4-HSL
LasB
Xcp
Pyocyanine
Lipases
+
RhlR
pqsR
pqsABCDE phnAB pqsH
lasR
+
-
+
-3-oxo-C12-
HSL
PqsR
PqsR PQS
QscR
+
RsaL
-
++
+
Vfr, GacA
+
+
+
+
C4-HSL
RpoS
RpoS
+
+/-
Gènes cibles
+
rsaL
Figure 11 : Principales protéines et réseaux d’interactions impliqués dans le mécanisme de quorum
sensing chez Pseudomonas aeruginosa. (–) inhibition, (+) activation

Introduction
43
lasB, xcp et rhlAB (nécessaire à la production des rhamnolipides) et la production de
métabolites secondaires tels que la pyocyanine et le cyanure (opéron hcnAB).
Les deux systèmes de régulation par quorum sensing chez P. aeruginosa sont
organisés en cascade. Le système LasI/R exerce une régulation à deux niveaux sur
le système RhlI/R. Au niveau transcriptionnel, Latifi et al. et Pesci et al. ont montré
que RhlR est activée par le couple LasR-PAI1 (Latifi et al., 1996;Pesci et al., 1997).
Au niveau post-transcriptionnel, la 3-oxo-C12-HSL entre en compétition avec la C4-
HSL pour la liaison au régulateur RhlR, résultant en un complexe inactif (Pesci et al.,
1997). Les synthases LasI et RhlI produisent également d’autres homosérines que
les PAI1 et PAI2 qui pourraient également jouer le rôle de compétiteur et moduler les
interactions autoinducteur-récepteur (Pearson et al., 1994;Winson et al., 1995).
Bien que ces deux systèmes soient imbriqués, ils ne contrôlent pas les mêmes
ensembles de gènes. Plusieurs études d’analyse de transcriptome et de protéome
ont mis en évidence que les gènes régulés par le quorum sensing peuvent être
regroupés en trois classes : ceux régulés exclusivement par un des autoinducteurs
(le gène toxA, les gènes pour la production de pyocyanine) et ceux nécessitant les
deux autoinducteurs simultanément pour voir leur expression modifiée (l’opéron xcp).
De plus, ces classes de gènes sont exprimées à des stades différents de la
croissance bactérienne (Arevalo-Ferro et al., 2003;Hentzer et al., 2003;Schuster et
al., 2003;Wagner et al., 2003;Wagner, Gillis, et Iglewski, 2004). Ces études indiquent
que l’architecture en cascade des deux systèmes de quorum sensing induit une
expression de gènes séquentielle permettant probablement la mise en place des
processus précoces et tardifs lors d’une infection.
En plus des deux homosérines majoritaires, P. aeruginosa produit une 2-hepthyl-3-
hydroxy-4-quinolone (PQS, Pseudomonas Quinolone Signal) (Pesci et al., 1999).
Contrairement aux PAI1 et PAI2 dont la concentration est maximale lors de la
transition entre la phase exponentielle et la phase stationnaire de croissance, la
concentration du PQS dans le surnageant de culture est maximale à forte densité
cellulaire ce qui correspond à une fin de phase stationnaire de croissance en milieu
riche (après 30 à 42 heures post inoculation) (McKnight, Iglewski, et Pesci, 2000). La
synthèse du PQS nécessite l’expression des protéines codées par les opérons
pqsABCDE, phnAB et pqsH (D'Argenio et al., 2002;Gallagher et al., 2002). La
transcription de ces gènes nécessite la présence du régulateur PqsR (aussi nommé

Introduction
44
MvfR) (Cao et al., 2001;Deziel et al., 2005;Gallagher et al., 2002). D’après les études
réalisées par les équipes de Deziel et al. et Wade et al., ce régulateur contrôle
l’expression de nombreux gènes impliqués dans la virulence dont ceux des opérons
phnAB, et pqsABCDE (Deziel et al., 2005;Wade et al., 2005).
Ce signal PQS est imbriqué dans les mécanismes de quorum sensing. En effet la
synthèse du PQS est sous la dépendance des systèmes LasI/R et RhlI/R qui
contrôlent l’expression du gène pqsR (Wade et al., 2005). Le complexe LasR-PAI1 a
un effet positif sur la transcription de pqsR tandis que le couple RhlR-PAI2 a un effet
négatif. L’expression de PqsR induit la production de PQS qui peut alors se lier à
PqsR et facilite sa liaison au promoteur de l’opéron pqsABCDE. Cette boucle de
rétroaction positive dans la production du PQS en fait un co-inducteur. Le complexe
PqsR-PQS active également la transcription de rhlI, formant cette fois une rétroaction
négative. Cet effet n’est visible que chez un mutant lasR ce qui suggère que cela se
produit lorsque lasR n’est pas exprimé (Gallagher et al., 2002).
Ces trois systèmes de communication intercellulaire sont fortement impliqués dans la
pathogénicité de la bactérie. Les différents mutants des régulateurs ou des voies de
synthèse des signaux possèdent une cytotoxicité moins élevée que les souches
parentales.
Jusqu'à présent, il n’a pas été mis en évidence que P. aeruginosa est capable de
produire le signal de communication inter espèces AI2, synthétisé par les
homologues de la synthase LuxS (voir chapitre III A-3). Le surnageant de culture de
P. aeruginosa n’induit pas d’activation des biodétecteurs pour ce signal et il n’existe
pas d’homologue à LuxS dans le génome de P. aeruginosa. Cependant, les
éléments pour répondre au signal AI2 sont présents comme l’ont montré Duan et al.
L’addition d’AI2 dans le milieu de culture active l’expression de facteurs de virulence,
notamment LasB et l’exotoxine T (Duan et al., 2003).
Les études utilisant une approche globale à l’aide de puces à ADN, pour définir les
régulons des systèmes LasI/R et RhlI/R, ont montré qu’environ 40% des gènes
contrôlés par le quorum sensing, le sont aussi par le facteur sigma alternatif RpoS.
Ce facteur de transcription régule un ensemble de gènes en réponse à l’entrée en
phase stationnaire de croissance et à différents stress dont la chaleur, l’augmentation
d’osmolarité, un pH bas ou la présence de peroxyde d’hydrogène. Le rôle de RpoS

Introduction
45
dans la régulation par le quorum sensing a été longtemps controversé. Deux travaux
ont montré, à l’aide d’une analyse de transcriptome et par une fusion entre le
promoteur du gène rpoS et le gène lacZ, que le complexe RhlR-PAI2 active la
transcription de rpoS (Latifi et al., 1996;Wagner et al., 2003). A l’inverse Whiteley et
al. démontrent que la transcription de rpoS n’est pas régulée par le quorum mais que
RpoS réprime l’expression des gènes de biosynthèse du cyanure (hcnABC),
probablement en inhibant la transcription de rhlI. Ces résultats ont été récemment
complétés et unifiés par Schuster et al. RpoS est activée par RhlR couplée à la C4-
HSL et stimule en retour la transcription de LasR et RhlR (Schuster et al., 2004). La
régulation des gènes contrôlés par le quorum sensing (activation ou répression) en
phase stationnaire est probablement dirigée en partie par RpoS.
Un autre facteur sigma alternatif régule le quorum sensing, RpoN. Ce régulateur est
responsable de l’adaptation du métabolisme lors d’une carence en azote. Il contrôle
également l’expression de certains gènes impliqués dans des processus de virulence
tels que ceux permettant la production d’alginate ou la formation des pili (Ishimoto et
Lory, 1989;Kimbara et Chakrabarty, 1989). Thompson et al. en 2003 ont montré
qu’une bactérie mutée dans le gène rpoN possède une transcription réduite de rhlI
ainsi qu’une production moins importante de C4-HSL lors d’une culture en milieu
pauvre en nutriments (milieu M9) par rapport à la souche parentale. Dans les mêmes
conditions de culture, ce mutant montre également une diminution de l’expression de
certains systèmes contrôlés par le quorum sensing (production de pyocyanine,
formation du biofilm) (Thompson et al., 2003). Ainsi rhlI est sous le contrôle positif de
RpoN et cette régulation est dépendante de l’environnement nutritionnel. Un autre
système impliqué dans la réponse stringente provoquée par une carence en acides
aminés, chez les bactéries, est un activateur du quorum sensing, la signalisation par
les polyphosphoguanosines (ppGpp) synthétisées par la protéine RelA. Ce
mécanisme s’active lors d’une carence en nutriments. L’expression de la synthase
RelA d’E. coli, dans une culture en phase exponentielle, induit une expression
précoce de facteurs impliqués dans le QS dont les autoinducteurs (Van Delden,
Comte, et Bally, 2001).
L’analyse de la séquence génique entre lasI et lasR a permis d’identifier une protéine
de 80 acides aminés nommé RsaL. La transcription de rsaL est activée par le
complexe LasR-PAI1 et RsaL réprime l’expression de lasI (de Kievit et al.,

Introduction
46
1999;Fagerlind et al., 2003). RsaL est un compétiteur du complexe LasR-PAI1 pour
la fixation sur le promoteur de lasI. Cette compétition serait en faveur de LasR
seulement lorsque le niveau de PAI1 aurait atteint la concentration seuil pour activer
la régulation par quorum sensing. Par ce mécanisme, la bactérie contrôlerait de
façon fine le taux de production du signal 3-oxo-C12-HSL en phase exponentielle de
croissance.
Un autre régulateur, QscR, homologue à RhlR et LasR réprime l’expression des
gènes quorum sensing dépendant en phase exponentielle de croissance (Chugani et
al., 2001). Les bactéries mutées pour le gène qscR expriment de façon précoce lasI
et rhlI en conservant cependant la hiérarchie entre lasI et rhlI. Ledgham et al. ont
montré que QscR est capable de former des hétérodimères avec LasR et RhlR
(Ledgham et al., 2003). Cette interaction pourrait inhiber l’activité des régulateurs
LasR et RhlR en empêchant la formation des complexes activés avec les
homosérines. Ces complexes ne pouvant plus activer l’expression des synthases, il
en résulterait une inhibition de la régulation par le quorum sensing.
Comme qscR, lasR est contrôlé par GacA, le régulateur de réponse fonctionnant en
partenariat avec le senseur GacS (Reimmann et al., 1997). Ce système à deux
composants active l’expression du quorum sensing en réponse à des signaux
environnementaux non connus.
Le régulateur global, Vfr, homologue de la protéine CRP impliquée dans la
répression catabolique chez E. coli, module également l’expression de lasR. En effet,
en présence d’AMPc il active la transcription de lasR (Albus et al., 1997).
D’autres acteurs influent sur l’expression des gènes de la régulation par le quorum
sensing. Il s’agit principalement de mécanismes influant sur la disponibilité des
signaux du quorum. Ainsi des perturbations des membranes bactériennes ou des
pompes d’efflux vont perturber la diffusion des homosérines et du PQS (Aendekerk
et al., 2005;Kohler et al., 2001). Certaines bactéries sont également capables de
sécréter des lactonases qui vont dégrader les HSLs et diminuer la concentration des
signaux dans l’environnement.

Introduction
47
III B-1. Effets des homosérines lactones sur les cellules eucaryotes
Bien que le quorum sensing ait été découvert et étudié comme système de
communication chez les bactéries, des études récentes indiquent que les
autoinducteurs peuvent également moduler l’expression de gènes de l’organisme
hôte. Par exemple, les autoinducteurs de P. aeruginosa pénètrent et sont actifs dans
les cellules eucaryotes dans lesquelles ils altèrent la réponse immunitaire (Williams
et al., 2004). Une fois entré dans la cellule, le signal 3-xo-C12-HSL stimule la
production d’IL8 dans les cellules épithéliales pulmonaires (Smith et al., 2001). Il
influence également le processus d’apoptose dans les macrophages et les
polynucléaires neutrophiles (Tateda et al., 2003). Ainsi, les homosérines lactones de
P. aeruginosa induisent les facteurs de virulence en relation avec le quorum sensing
et modulent aussi la réponse immune durant l’infection.
Principalement activé en fonction de la densité cellulaire et coordonnant les réponses
au changement d’état de la culture bactérienne, le QS pourrait donc être un des
mécanismes impliqués dans la modification du phénotype du SSTT lors de l’infection,
et notamment lors du développement en biofilm. Cependant, il n’explique pas
l’apparente dualité des phénotypes du SSTT qui a pu être observée parmi les
souches issues des poumons de malades. La présence d’un phénomène
d’épigénèse associé au SSTT est l’une des hypothèses qui peut être avancée pour
expliquer l’existence de ces deux phénotypes.

Introduction
48
IV.Epigenèse
Le terme épigenèse a été crée par Harvey (1651), pour décrire la formation
progressive des différentes parties d'un embryon. Mais une nouvelle signification a
émergé lorsque la génétique a développé les notions de génotype et de phénotype.
Aujourd’hui, l’épigenèse définit une modification du phénotype, héritable bien que
réversible, qui intervient sans modification du génotype (mutation ou remaniement).
Une telle modification épigénétique affecte tout ou partie d’une population et peut
apparaître à la suite d’un signal de l’environnement mais ne disparaît pas avec ce
stimulus, contrairement au phénomène d’adaptation (tableau 1). Autrement dit, avec
le même génome, et dans des conditions identiques, des cellules ou des organismes
peuvent avoir un phénotype différent, si leur passé a été différent. Ceci est la
manière biologique de décrire ce que les physiciens appellent la multistationnarité,
résultant du fonctionnement de certains systèmes dynamiques non linéaires.
Il a déjà été montré que l’utilisation de cette notion de multistationnarité décrit
relativement bien certains processus biologiques tels que l’épigenèse, la
différentiation cellulaire ou la mémoire (Guespin-Michel, Polack, et Mérieau, 2003)
(Casadesus et d'Ari, 2002;Demongeot, 1998).
Tableau 1 : Caractéristiques des différents phénomènes conduisant à une modification du phénotype.
Mutation Adaptation Modification Epigénétique
− Rare / Affecte un
individu
− Modification du
génotype
− Irréversible / héréditaire
− Indépendante de
l’environnement
− Affecte toute la population
− Pas de modification du
génotype
− Réversible / non héréditaire
− Dépend de l’environnement
− Bascule un système dans un état
parmi plusieurs états possibles
− Affecte tout ou partie de la
population
− Pas de modification du génotype
− Réversible sous certaines
conditions / héréditaire
− Induite par l’environnement puis
indépendante

Introduction
49
IV-A. L’épigenèse chez les bactéries : L’exemple de l’opéron
lactose chez E. coli
L'épigenèse est aujourd’hui reconnue et étudiée chez les eucaryotes. Les recherches
portent à l'heure actuelle sur des mécanismes biochimiques, comme la méthylation
de l'ADN. Le modèle des modifications épigénétiques étudiées chez les organismes
eucaryotes, selon ce type d'approche, est l'extinction d'un des deux chromosomes X
dans les cellules de mammifères femelles. A l’inverse, peu d’études sur les
modifications épigénétiques ont été menées chez les procaryotes bien qu’elles aient
déjà été décrites dans les années cinquante pour l’opéron lactose chez E. coli.
Deux études indépendantes réalisées par Novick et Weiner (1957) et Cohn et
Horibat (1959) ont mis en évidence un phénomène d’épigenèse dans l’opéron
lactose (lac) (Cohn et Horibata, 1959a;Cohn et Horibata, 1959b;Cohn et Horibata,
1959c;Novick et Wiener, 1957). Ces deux travaux montrent qu’à partir d’une même
culture, il existe des différences entre les sous-populations bactériennes, pouvant
être maintenues pendant un très grand nombre de générations, en fonction de la
présence ou non d’une induction antérieure. L’expérience a été la suivante. Une
culture non induite d’E. coli a été placée dans un milieu contenant une concentration
d’inducteur suffisante pour activer l’opéron lactose. Immédiatement après, la culture
a été divisée en deux puis l’une a été diluée de telle façon que la concentration en
inducteur, appelé « concentration de maintien », ne soit pas suffisante pour activer
l’opéron lactose. L’autre moitié de la culture a été diluée à la « concentration de
maintien » 10 minutes plus tard. Dans une autre expérience similaire, après avoir ou
non été en contact avec la forte concentration d’inducteur, les deux cultures ont été
placées avec de l’inducteur et du glucose. Dans ces conditions l’opéron lactose est
normalement non induit. Le même résultat a été obtenu. La culture immédiatement
diluée est restée non induite dans le milieu avec la « concentration de maintien » ou
avec le glucose, contrairement à la culture qui a été en contact 10 min avec la forte
concentration en inducteur et qui reste induite dans ces conditions. Le maintien de
ces deux états est conservé sur au moins 150 générations. De plus, une co-culture
de cellules induites et non induites, dans un milieu avec une faible concentration

Introduction
50
d’inducteur, a montré que les descendants d’une sous population héritaient des
mêmes caractéristiques d’induction ou de non induction.
Ainsi deux cultures génétiquement identiques, placées dans des conditions
environnementales identiques, peuvent présenter un phénotype différent. Le seul
détail différent est leur « histoire », ici un signal transitoire (une exposition temporaire
à une forte concentration d’inducteur).
Ces expériences montrent également que la concentration nécessaire pour induire
l’expression de l’opéron lac est beaucoup plus importante que celle pour laquelle
l’expression de l’opéron retourne à l’état non induit. Ainsi, si l’induction de l’opéron
lac (mesuré par la production de la beta-galactosidase) est représentée en fonction
de la concentration en inducteur, on obtient un cycle d’hystérésis (figure 12b). Il y a
alors possibilité de multistationnarité (bi stabilité dans ce cas) : pour une
concentration d’inducteur donnée, il peut exister deux niveaux de production de beta-
galactosidase. Le mécanisme de régulation de l’opéron lactose est décrit dans la
figure 12a. La perméase est présente au niveau membranaire des cellules induites.
Même si l’inducteur se trouve en faible concentration ou avec du glucose, elle permet
son accumulation dans le cytoplasme à un niveau suffisant pour induire l’opéron lac.
En l’absence de perméase, ce niveau ne peut être atteint en présence de glucose ou
d’une faible concentration en inducteur. Ainsi la perméase facilite sa propre synthèse
ce qui correspond à une boucle de rétroaction positive.
Cette modification épigénétique a été récemment réétudiée à l’aide d’un modèle
mathématique décrivant le système pour mieux comprendre, au niveau quantitatif,
les mécanismes de régulation régissant cette multistationnarité (Ozbudak et al.,
2004).

Introduction
51
Un tel phénomène de multistationnarité dans un système biologique a aussi été mis
en évidence chez le phage λ. Thomas et Van Ham ont montré qu’une boucle de
rétroaction positive est responsable de la coexistence de deux états stables, lyse ou
lysogénie, que peut adopter un phage infectant une bactérie. Ces deux phénotypes
coexistent dans la même population et dans le même environnement sans nécessité
de modifications génétiques (Thomas et Van Ham, 1974). Un cas existe également
chez les eucaryotes dans un modèle de sarcome chez la souris (Jain et al., 2002)
Le comportement d’un système biologique peut donc ne pas dépendre seulement de
l’environnement mais aussi de son histoire.
IV-B. Pré requis pour l’épigénèse et utilité de la modélisation
Les circuits de rétroaction positifs sont les éléments nécessaires à l’existence de
multiples états stables dans des systèmes dynamiques non linéaires. Divers travaux
ont conduit à montrer que la présence d’au moins un circuit de rétroaction positif est
lacI P lacZ lacY
Perméase
Actif
Inactif
(a)
-
-
Inducteur
(b)
lacI P lacZ lacY
Perméase
Actif
Inactif
(a)
-
-
Inducteur
lacI P lacZ lacY
Perméase
Actif
Inactif
(a)
-
-
Inducteur
(b)(b)
Figure 12 : Adaptation au lactose et épigenèse chez E. coli. (a) Représentation de l’opéron lactose
avec la perméase codée par lacY amplifiant sa propre synthèse. (b) Production de β-galactosidase
(E), produite par le gène lacZ en fonction de la concentration en inducteur (λ) dans le milieu. En
l’absence de lactose ou d’un autre inducteur (I0), le répresseur LacI réprime l’expression de l’opéron
lacZY. Lorsque l’inducteur est ajouté en forte concentration, il diffuse dans la cellule et inhibe LacI. La
β-galactosidase et la perméase sont alors produites. A faible concentration (l1), l’inducteur ne diffuse
pas assez pour inactiver le répresseur sauf si la perméase est également présente à la surface
notamment dans le cas d’une induction précédente. L’hystérésis provient du fait que la production de
β-galactosidase à faible concentration (l1) dépend de la préexistence de la perméase à la membrane
suite à une induction précédente. (D’après Guespin 2001)

Introduction
52
nécessaire pour générer un phénomène d’épigenèse, de même qu’au moins une
boucle de rétroaction négative est nécessaire au maintien d’une homéostasie (Soulé,
2003;Thomas, 1980;Thomas, Thieffry, et Kaufman, 1995). La présence d’au moins
une boucle de rétroaction positive dans le réseau de régulation d’un processus
biologique peut donc conduire à l’existence de deux états stables dans le même
milieu qui peuvent correspondre à un phénomène d’épigénèse. Cependant, la
présence d’un circuit de rétroaction positif n’est qu’une condition nécessaire à
l’apparition d’une multistationnarité. Il faut également que l’ensemble des conditions,
y compris celles dues à la présence d’autres régulateurs agissant sur le réseau,
soient compatibles avec cette bistabilité. C’est pourquoi, il est nécessaire d’étudier
dans chaque cas la dynamique du système.
Pour ce faire, le réseau de régulation que l’on considère peut être modélisé et
analysé à l’aide de deux méthodes complémentaires : la logique généralisée
développée par Thomas et ses collaborateurs (Kauffman, 1969;Thomas, 1973) et
des outils bioinformatiques basés sur des algorithmes de vérification de modèle et la
logique temporelle. Cette dernière a été utilisée dans le cadre de cette étude.
L’utilisation de ces modélisations permet de définir les différentes dynamiques que le
modèle considéré peut adopter. Ensuite, on vérifie si parmi toutes ces dynamiques
certaines sont compatibles avec l’hypothèse épigénétique formulée pour ce modèle.
C’est sur ce point que la bioinformatique est intéressante puisqu’elle permet de
déterminer de façon exhaustive l’ensemble des dynamiques d’un modèle et de les
tester automatiquement contre l’hypothèse. Une fois qu’une ou des dynamiques du
système correspondant à l’hypothèse ont été trouvées, ces méthodes permettent
également de proposer des expériences permettant de la vérifier.

Matériels et méthodes
53
MATERIELS ET
METHODES

55
I. Plasmides et Souches bactériennes
Tableau 2 : Liste des souches et plasmides utilisés
Souches et
Plasmides
Génotypes et caractéristiques Références
E. coli
JM109
endA1, recA1, gyrA96, thi hsdR17 (rk-, mk+),
relA1, supE44∆(lac-proAB), [F’traD36, proAB
lacIqZ∆M15]
Promega
HB101
F-, thi-1, hsdS20(rB-, mB-), supE44, recA13,
ara-14, leuB6, proA2, lacY1, rspL20, (strr), xyl-
5, mtl-1
Promega
S17.1
RP4-2-Tc ::Mu aph ::Tn7 recA [SmR] ; souche
donneuse pour conjugaison biparentale
Simon 1983
P. aeruginosa
CHA
Souche isolée d’un patient atteint de
mucoviscidose
Toussaint
1993
CHA-D1 CHAexsA::GmR Dacheux
1999
CHA∆pA CHA délétée de la région entre exsB et exsA
Quénée 2004
(non publié)
CHA∆pAsdel
CHA délétée de la région entre exsB et exsA
en conservant la séquence de liaison au
ribosome devant exsA
Quénée 2004
(non publié)
CHA∆lasI CHA∆lasI::lox Ce travail
CHA∆rhlI CHA∆rhlI::lox Ce travail
CHA∆lasI∆rhlI CHA∆lasI∆rhlI::lox Ce travail
CHA∆rpoS CHA∆rpoS::lox Ce travail
CHA∆phnAB CHA∆phnAB::lox Ce travail
CHA∆cysB CHA∆cysB::lox
Quénée 2004
(non publié)
CHApClux
CHAattB::pclux (porte la fusion du promoteur
de l’opéron exsCEBA avec l'opéron
luxCDABE, intégrée au site attB.
Shen 2005
(sous presse)
CHApSlux
CHAattB::pclux (porte la fusion du promoteur
du gène exoS avec l'opéron luxCDABE,
intégrée au site attB.
Shen 2005
(sous presse)
CHA∆lasIpclux CHAphpA::lox,attB::pclux Ce travail
CHA∆rhlIpclux CHA∆phpA::lox,attB::pclux Ce travail
CHA∆lasI∆rhlIpclux CHA∆lasI∆rhlI::lox,attB::pclux Ce travail
CHA∆rpoSpclux CHA∆rpoS::lox,attB::pclux Ce travail
CHA∆phnABpclux CHA∆phnAB::lox,attB::pclux Ce travail
CHAexoS54xylEDR CHA∆exoS::exoS(54aa)-xylE ; GmR Quénée 2004
(non publié)
PAO1 Souche n’exprimant pas le SSTT Holloway

56
PAO1∆pA PAO1pA::lox Ce travail
PAO1 cyto Souche exprimant le SSTT ATCC
PAO Ig Souche exprimant le SSTT Iglewski
Plasmides
pEx100Tlink ApR
, pEX100T avec polylinker Quénée 2005
pUCGmlox
ApR
, GmR
, vecteur contenant le gène aacC1
flanqué des séquences lox
Quénée 2005
PCM157 TcR
, vecteur d’expression de la recombinase cre Marx 2002
pexsAind
Construction inductible ptacexsA-rrnB-lacIq porté
par pUCP20
Quénée (non
publié)
Mini-CTX-exsCp-
lux
Contient l’opéron luxCDABE sous le contrôle du
promoteur de l’opéron exsCEBA
Laskowski
2004
Mini-CTX-exoSp-
lux
Contient l’opéron luxCDABE sous le contrôle du
promoteur du gène exoS
Laskowski
2004
pDF1
ApR
, GmR
, pEX100T contenant les séquences
flanquantes 5′ et 3′ de lasI::Gmlox
Ce travail
pDF2
ApR
, GmR
flanquantes 5′ et 3′ de rhlI::Gmlox
Ce travail
pDF3
ApR
, GmR
flanquantes 5′ et 3′ de phnAB::Gmlox
Ce travail
pDF4
ApR
, GmR
flanquantes 5′ et 3′ de rpoS::Gmlox
Ce travail
placexsAind
Construction inductible placexsa-rrnB-lacIq portée
par pUCP20
Ce travail
pIApSgfp ApR
, dérivé de pUCP20, mobilisable dans E. coli et
P. aeruginosa, fusion transcriptionnelle entre le
promoteur pexoS du gène exoS, isolé de la
souche CHA et le gène gfpmut3.
Epaulard,
(non publié)
pIApCgfp ApR
, plasmide dérivé de pUCP20,mobilisable dans
E.coli et P.aeruginosa, fusion transcriptionnelle
entre le promoteur pC de l’opéron exsCEBA, isolé
de la souche CHA et le gène gfpmut3
Dacheux
2001
I-A. La souche de référence du laboratoire : CHA
La souche de P. aeruginosa du laboratoire est la souche CHA (Toussaint, Delic-
Attree, et Vignais, 1993). Elle a été isolée au CHU de Grenoble, à partir d’un lavage
broncho-pulmonaire de patient atteint de mucoviscidose. Cette souche adopte un
phénotype mucoïde dans les conditions de culture du laboratoire et possède un
système de sécrétion de type III actif in vivo, dans un modèle d’infection pulmonaire
aiguë chez le rat, et in vitro, par une déplétion du milieu en calcium ou un contact

57
cellulaire. Elle dispose des gènes codant les exotoxines du SSTT : ExoS, ExoT,
ExoY, mais ne possède pas le gène codant ExoU.
I-B. Culture bactérienne
Sauf indication, les bactéries sont cultivées en aérobiose à 37°C sous agitation (260
rpm) dans du milieu Luria Bertani (LB) ou Triptic soy Broth (TSB).
Composition du milieu LB :
Extrait de Levure 5 g
Bactotryptone 10 g
NaCl 10 g
Agar (pour le milieu gélosé) 12 g
H2O qsp 1 l
I B-1. Escherichia coli
La croissance en milieu solide gélosé est effectué sur du LB dans une étuve à 37°C.
I B-2. Pseudomonas aeruginosa
Pour certaines expériences, P. aeruginosa a été cultivée en milieu minimum Vogel-
Bonner modifié (VB) (glucose 25 mM, acide citrique 9,5 mM, NaNH4PO4 16,7 mM).
Le milieu VB est stérilisé par filtration sur filtre Millipore de 0,22 µm.
La culture en milieu solide s’effectue en étuve à 37°C sur différents milieux :
- Milieu gélosé PIA (Pseudomonas Isolation Agar, Difco)
- Milieu LB gélosé supplémenté avec 5% de sucrose

58
I-C. Antibiotiques utilisés
Tableau 3 : Antibiotiques utilisés.
E. coli. P. aeruginosa
Liquide Gélose Liquide Gélose
Gentamycine 10 µg/ml 10 µg/ml 200 µg/ml
200 à 400
µg/ml
Carbenicilline _ _ 300 µg/ml
300 à 600
µg/ml
Ampicilline 100 µg/ml 100 µg/ml _ _
Kanamycine 50 µg/ml 50 µg/ml _ _
Trétracycline 20 µg/ml 20 µg/ml 250 µg/ml
150 à 250
µg/ml
I-D. Suivi de croissance et densité bactérienne
La croissance des bactéries est mesurée par la densité optique (DO) à 600 nm de la
culture. Une unité de DO correspond à 8.108
bactéries/ml pour E. coli et 6.108
bactéries/ml pour les souches de P. aeruginosa mucoïdes et 5.108
bactéries/ml pour
les souches non mucoïdes.
I-E. Conservation des souches
Les souches d’E. coli sont conservées à -80°C dans du milieu de culture additionné
de glycérol 40 % (v/v). Les souches de P. aeruginosa sont conservées également à -
80°C sur des supports microbilles (tubes PROTECT Ba cterial Preservers, Technical
service consultant Limited, UK) inoculés à partir de culture sur gélose.

59
II. Techniques de biologie moléculaire
II-A. Purification des acides nucléiques
II A-1. Dosage des acides nucléiques
Les acides nucléiques (ANs) sont dosés par spectrophotométrie (Sambrook, Fritsch,
et Maniatis, 1989). La concentration en acides nucléiques est proportionnelle à
l’absorbance à 260 nm. Elle est déduite des relations suivantes :
- pour l’ADN bicaténaire : 1 unité de DO260 correspond à 50µg d’ADN/ml
- pour l’ARN : 1 unité de DO260 correspond à 30µg d’ARN/ml
II A-2. Précipitation des acides nucléiques
Pour éliminer d’éventuels contaminants protéiques dans une solution d'acides
nucléiques, ceux-ci sont précipités en présence de sels et d’alcool. Sont ajoutés à la
solution d’acides nucléiques, 1/10ème
de volume d’acétate de potassium 3 M, pH 5.2
et 2,5 fois le volume d’éthanol absolu à -20°C. La précipitation est réalisée pendant 2
heures à -80°C suivie d’une centrifugation à 17500 g de 30 minutes à 4°C. Le culot,
contenant les ANs, est ensuite lavé par un mélange eau/éthanol (30/70, v/v) pour
éliminer les sels puis séché. Enfin les acides nucléiques sont repris dans de l’eau.
II A-3. Extraction au mélange phénol/chloroforme/alcool isoamylique
La purification d’une solution d’ADN contaminé par des protéines se fait par
extraction en ajoutant à volume égal ADN et un mélange phénol/chloroforme/alcool
isoamylique (25/24/1, v/v/v). Les deux phases sont mélangées vigoureusement
(vortex) puis séparées par centrifugation 15 minutes à 17500 g. La phase aqueuse
contenant l’ADN est prélevée délicatement puis lavée par un mélange
chloroforme/alcool isoamylique (24/1, v/v) pour éliminer le phénol résiduel. L’ADN est
ensuite précipité à l’éthanol.

60
II-B. Préparation d’ADN plasmidique d’E. coli
La technique dite de « miniprep » permet une extraction et une purification rapide
d’ADN plasmidique à partir d’une culture liquide d’E. coli.
1,5 ml d’une culture de 16 h est centrifugé 5 minutes à 17500 g puis le culot
bactérien est repris dans 100 µl de GTE (Glucose 50 mM, Tris-HCl 25 mM, EDTA 10
mM pH 8). Les bactéries subissent ensuite une lyse alcaline par l’addition de 200 µl
d’une solution de NaOH 0,2 N, SDS 5% pendant 5 minutes. La soude permet une
dénaturation des acides nucléiques, en priorité de l’ADN chromosomique. Pour ne
pas dénaturer l’ADN plasmidique, au bout des 5 minutes, on ajoute 150 µl d’acétate
de potassium 3 M afin de neutraliser le pH et de précipiter le SDS. Après agitation et
5 minutes dans la glace, les protéines et acides nucléiques précipités sont éliminés
par centrifugation à 4°c pendant 5 minutes à 17500 g. L’ADN contenu dans la phase
aqueuse est précipité à l’éthanol absolu à -20°C. L e culot d’ADN plasmidique obtenu
est lavé par une solution d’éthanol à 70% en eau, séché à température ambiante et
repris dans de l’eau.
Pour certaines souches d’E. coli, comme la souche HB101, on utilise le kit de
miniprep « QIAprep Spin Miniprep Kit » (Quiagen, France). Après la lyse alcaline des
bactéries, l’ADN contenu dans la phase aqueuse est déposé sur une colonne de
silicate. L’ADN retenu est alors lavé et élué à l’eau selon les instructions du
fabriquant. Les plasmides obtenus sont conservés à -20°C.
II-C. Préparation d’ADN chromosomique de P. aeruginosa
Une culture de 16 h de 1,5 ml de P. aeruginosa est centrifugée 5 minutes à 17500 g,
lavée en PBS, puis le culot est repris dans 500 µl d’une solution de NaCl 0,15 M,
EDTA 0,1 M, pH 8. La lyse des bactéries est faite à 60°C en présence de 2% de
SDS. La lyse complète est indiquée par un éclaircissement de la solution. La réaction
est arrêtée par l’ajout de 75 µl de perchlorate de sodium 5 M. On réalise ensuite une
extraction au phénol/chloroforme/alcool isoamylique puis l’ADN dans la phase
aqueuse est précipité à l’éthanol absolu à -20°C. A près séchage à température
ambiante, l’ADN est repris dans de l’eau et conservé à +4°C.

61
II-D. Préparation d’ARN de P. aeruginosa
L’extraction et la purification d’ARN de P. aeruginosa se fait grâce au « High Pure
RNA Isolation kit » (Roche, France). Les bactéries sont pré-lysées dans une solution
de Tris (10 mM, pH 8) et de lysozyme (1 mg/ml) puis est ajouté le tampon « lysis/-
binding » permettant de terminer la lyse des bactéries et d’inhiber les RNases. Le
mélange est ensuite déposé sur une colonne d’affinité. La présence de sels
chaotropiques permet alors la liaison spécifique des acides nucléiques sur les fibres
de glace de la colonne de purification, les conditions de liaison étant optimisées pour
les ARN. Les restes d’ADN contaminant sont éliminés par l’action de la DNase I
directement sur la colonne. L’ARN fixé subit ensuite des étapes de lavage pour
éliminer les sels, les protéines et autres impuretés cellulaires. Enfin l’ARN est élué
avec de l’eau.
II-E. Electrophorèse d’ADN
II E-1. Electrophorèse horizontale en gel d’agarose
Les fragments d’acides nucléiques sont séparés par électrophorèse horizontale en
gel d’agarose dans un tampon TAE (Tris 40 mM, acide acétique 0,1 %, EDTA 2 mM,
pH 8,5). La concentration d’agarose est dépendante de la taille des fragments à
séparer, elle peut varier de 0,3 à 2%. Dans la majorité des cas, nous utilisons des
gels d’agarose à 1 % en tampon TAE, avec 1 µg/ml de bromure d’éthidium (BrEt).
Les échantillons à déposer sur le gel sont, au préalable, additionnés de 1/5 (v/v)
d’une solution de charge (bleu de bromophénol 0,25 %, xylène cyanol FP 0,25 %,
glycérol 30%) afin de visualiser la migration et d’augmenter la densité des
échantillons pour les entraîner au fond du puits. Après une migration entre 25 et 100
V, selon la taille des échantillons, l’ADN est visualisé par fluorescence du BrEt sous
ultraviolets (UV, 312 nm).

62
II E-2. Electrophorèse verticale en gel d’acrylamide
Les fragments d’ANs de taille inférieure à 500 pb peuvent également être séparés
par électrophorèse en gel d’acrylamide 5%, plus résolutive que celle en gel
d’agarose. La migration s’effectue dans du TAE 0,5 X à 50 V.
Composition du gel :
TAE 10 X 1 ml
Acrylamide 30 % 1,65 ml
APS 10 % 100 µl
Temed 5 µl
Eau 7,245 ml
Après migration, le gel est coloré dans une solution de TAE, BrEt 0,6 µg/ml
permettant de visualiser l’ADN sous UV.
II-F. Manipulation des fragments d’ADN
II F-1. Digestion enzymatique
Les enzymes de restriction utilisées pour digérer l’ADN sont des endonucléases
clivant l’ADN double brin au niveau de sites de reconnaissances spécifiques à
chaque enzyme. Elles sont utilisées suivant les instructions des fabricants (Roche,
Appligene, Invitrogen ; France) à des concentrations de 1 à 2 U/µg d’ADN. Les
conditions d’incubation peuvent varier selon l’enzyme, mais la plupart ont une activité
optimale à 37°C. L’arrêt de la digestion s’effectue par la chaleur ou par l’addition du
tampon de charge pour la migration sur gel.
II F-2. Extraction de fragments d’ADN
Après migration de l’ADN dans un gel d’agarose, le fragment d’ADN d’intérêt est
découpé sur table UV. L’extraction est réalisée en utilisant les kits Sephaglass
(Amersham Pharmacia, France) ou Ultraclean 15 (MoBio, Ozyme, France) selon les
protocoles spécifiés. L’agarose est dissout, puis l’ADN est piégé par une matrice de
silice, lavée avec une solution contenant de l’éthanol, puis élué avec de l’eau.

63
II F-3. Polymérisation en chaîne (PCR)
La technique de PCR (Polymerase Chain Reaction) consiste à l’amplification d’un
fragment d’ADN au moyen d’une séquence matrice et d’oligonucléotides spécifiques
en orientation inverse (amorces sens et anti-sens) de part et d’autre de la séquence
à amplifier. Ces oligonucléotides servent d’amorces à la synthèse d’ADN par une
ADN polymérase ADN dépendante thermostable. Deux polymérases sont utilisées,
soit la Taq polymérase (Appligene, France) soit la PfuUltra polymérase (Stratagene,
France) plus fidèle lors de la polymérisation. La réaction de PCR s’effectue dans un
thermocycler automatique (Mini cycler) et commence par une dénaturation de la
matrice à 95°C pendant 5 min, suivie de 30 cycles d e synthèse et se termine par une
étape d’élongation de 10 min à 72°C.
Un cycle de synthèse est constitué de trois étapes :
1 - Dénaturation de l’ADN double brin, 95 °C de 45 secondes à 5 min
2 - Hybridation des amorces sur la matrice à Tm-5°C , 45 secondes.
La température d’hybridation (Tm) est estimée pour chaque amorce selon la
relation Tm = 4°C(G+C) + 2°C(A+T).
3 - Elongation par l’ADN polymérase à partir des amorces.
Le mélange réactionnel est composé de :
ADN matrice 10 à 100 ng
Amorce sens 0,3 µM
Amorce anti-sens 0,3 µM
dNTP 0,2 mM de chaque
Tampon de Polymérase 1x
Polymérase 2,5 U (Taq) / 1,25 U (PfuUltra)
H2O qsp 50 µl
Du diméthylsulfoxide (DMSO) à 4% et/ou du MgCl2 (1,5 mM) peuvent être ajoutés
pour optimiser la réaction.

64
Pour faciliter les clonages des fragments de PCR, des sites de restriction sont
rajoutés aux extrémités des amorces. Deux températures d’hybridation sont alors
utilisées. La première est calculée sans tenir compte des séquences rajoutées qui ne
s’hybrident pas à la matrice, 5 cycles de synthèse sont alors effectués en début de
réaction avec celle-ci. Puis 25 cycles sont effectués avec la seconde température
d’hybridation correspondant à la totalité de la longueur des amorces.
II-G. Technique de retard sur gel (Electrophoretic Mobility Shift Assay
- EMSA)
Cette technique permet de mettre en évidence l’interaction spécifique d’une protéine
ou d’un complexe protéique avec une séquence d’ADN ou d’ARN particulière.
L’interaction est visualisée par le retard de migration électrophorétique, en condition
non dénaturante, du fragment d’acides nucléiques en présence de la protéine ou du
complexe par rapport à la migration du fragment seul.
II G-1. Marquage du fragment d’ADN
Le fragment d’ADN double brin aux extrémités cohésives, obtenu par l’action d’une
enzyme de restriction ou par PCR est marqué en 5’ par l’ajout de biotine-dUTP. Le
nucléotide modifié s’incorpore lors de la génération d’extrémités franches sur le
fragment par l’action du fragment de Klenow de l’ADN polymérase d’E. coli. On
mélange 50 µM de biotine-dUTP avec, selon les besoins un ou plusieurs des trois
nucléotides suivant à 50 µM : dATP, dGTP, dCTP, 5 u de Klenow, du tampon H à 1X
final (Roche), 200 ng du fragment d’ADN et de l’eau qsp 100 µl. Le mélange est
incubé durant 2 h à 37°C puis l’enzyme est inactivé e par 15 minutes d’incubation à
75°C.
II G-2. Préparation des extraits cellulaires
La souche étudiée est cultivée dans 20 ml de LB jusqu'à une DO600 de 1.5. La culture
est alors centrifugée 10 min à 9000 g, le culot est repris dans 600 µl de tampon A

65
(Hepes 50, NaCl 100mM, glycérol 8% mM, pH 8). Les bactéries sont lysées par
sonication 3x10 s à 4°C. Une centrifugation à 100 0 00 g pendant 10 min à 4°C
permet de récupérer le surnageant contenant les protéines du cytosol.
Dosage des protéines
La quantité de protéines est déterminée par la technique de Bradford (Bradford,
1976). Dix microlitres de l’échantillon sont mélangés avec 1 ml de réactif de Bradford
dilué au 1/5e
dans l’eau. Une gamme étalon est réalisée avec des solutions
d’albumine bovine de 0.1 à 0.5 mg/ml. Après 10 minutes d’incubation, la DO à 595
nm est mesurée, et la concentration en protéines déduite à l’aide de la courbe étalon.
II G-3. Recherche d’un retard de migration
IIG 3-a) Interaction ADN/Protéines
Dans un volume final de tampon A de 22 µl, on incube, pendant 30 minutes à 37°C,
un aliquot de l’extrait bactérien étudié avec 2 ng du fragment marqué et 1 µg de poly-
dIdC. Ce polynucléotide sert de compétiteur et permet d’éviter les interactions non
spécifiques entre la séquence d’ADN et les protéines.
IIG 3-b) Migration et transfert de l’ADN sur membrane de nylon
Après incubation, le mélange est déposé sur un gel de polyacrylamide à 6% en TBE
(Tris Buffer EDTA) 0.5X. La migration est réalisée en TBE 0.5X à 180 V. Ensuite
l’ADN est transféré sur membrane de nylon (appareil HOEFER Sémiphor) durant 20
min à 1,5 mA/cm2
.
IIG 3-c) Révélation
Après blocage de la membrane, une solution de streptavidine couplée à la
peroxydase est ajoutée. Ce complexe se fixe sur le fragment grâce à la liaison
biotine-streptavidine. Ensuite la membrane est lavée, puis placée dans la solution de
révélation contenant du peroxyde d’hydrogène et du luminol. La peroxydase catalyse
la réaction de transformation du H2O2 en H2O + ½ O2 qui excite le luminol. Lorsque
ce réactif retourne à son état stable, un photon est émis et permet de détecter les
fragments en impressionnant un film photographique ou en utilisant une caméra.

66
II-H. Clonage
II H-1. Sous clonage
Le sous clonage est une étape de récupération et d’amplification de fragments
d’ADN obtenus par PCR avec des polymérases générant des bouts francs comme la
PfuUltra. La séquence d’intérêt est insérée dans un vecteur, celui-ci permettant
ensuite la réplication du fragment par les bactéries E. coli.
Le sous clonage des produits PCR à bouts francs est réalisé selon le protocole du
Zero Blunt TOPO PCR cloning kit®
(Invitrogen, France). Ce kit permet l’insertion de
fragment d’ADN dans le vecteur pCR-bluntII-TOPO®
. Ce vecteur est fourni sous
forme linéaire avec la topoisomérase I du virus de la vaccine fixée de façon
covalente aux extrémités 3’ phosphate du vecteur. Cette enzyme coupe l’ADN bi-
caténaire au niveau d’un site spécifique 5’-CCCTT-3’ et se fixe à l’extrémité 3’
phosphate par la création d’une liaison phosphodiester entre le phosphate de la
dernière base d’ADN en 3’ et son résidu tyrosine en position 274. La liaison
phospho-tyrosyl entre l’ADN et l’enzyme peut être cassée par une attaque des
extrémités 5’OH du vecteur lui-même ou de tout autre fragment d’ADN, tel un produit
de PCR ce qui a pour effet de libérer la topoisomérase et de liguer les fragments
rentrés en interaction. La sélection des clones ayant incorporés un insert est réalisée
grâce au gène ccdB, létal chez E. coli. L’insertion du fragment à cloner entraîne
l’interruption du gène ccdB, permettant ainsi aux bactéries de se développer
contrairement au cas où le vecteur se re-circularise sur lui-même.
Après amplification du vecteur par les bactéries et purification du plasmide par
miniprep, le fragment peut être récupéré et utilisé pour la suite du clonage.
II H-2. Déphosphorylation de l’ADN
Pour certaines stratégies de clonage, il est nécessaire de déphosphoryler les
extrémités du vecteur pour éviter sa recircularisation et augmenter ainsi le rendement
d’insertion du fragment d’intérêt. L’enzyme catalysant la réaction est une
phosphatase alcaline de P. borealis (Roche, France). Elle agit à raison d’une unité

67
pour 50 ng d’ADN. La réaction est réalisée à 37°C d urant une heure puis elle est
arrêtée par dénaturation de l’enzyme à 65°C pendant 15 minutes.
II H-3. Génération d’extrémités à bout franc
IIH 3-a) Fragment de Klenow
Le fragment de Klenow est issu de l’ADN Polymérase I sans activité exonucléase de
5’ en 3’. Il permet de combler les extrémités 5’ sortantes d’un fragment de restriction,
grâce à son activité polymérase de 5’ en 3’, générant ainsi des extrémités à bout
franc. La réaction nécessite la présence de dNTP et s’effectue à 37°C dans le
tampon spécifique de l’enzyme.
II H-4. Ligation
Le vecteur digéré, déphosphorylé ou non, et le fragment d’ADN d’intérêt sont
mélangés selon un rapport molaire de 1/3. La ligation est catalysée par l’enzyme T4
DNA ligase (Proméga, France) durant la nuit à 4°C o u durant 4 heures à température
ambiante. Le rendement de ligation peut être augmenté par l’ajout de 1 mM d’ATP.
II-I. Transformation
II I-1. Transformation dans E. coli
Certaine souches d’E. coli sont rendues compétentes pour intégrer des
plasmides à 1x106
CFU/µg d’ADN, par un traitement au chlorure de calcium. D’autres
sont disponibles dans le commerce jusqu'à une compétence de 5x109
CFU/µg
d’ADN. La transformation est réalisée en ajoutant 3 à 5 µl de plasmide ou de réaction
de ligation dans 100 µl de bactéries compétentes. Après 30 minutes dans la glace,
les bactéries subissent un choc thermique par un passage de 30 secondes à 42°C.
Après 2 minutes de refroidissement dans la glace, 450 µl de LB sont ajoutés et les
bactéries transformées sont incubées à 37°C pendant 1 heure sous agitation (300

68
rpm). Les bactéries sont ensuite étalées sur milieu LB gélosé contenant l’antibiotique
de sélection.
II I-2. Transformation dans Pseudomonas aeruginosa par
électroporation
La transformation d’un vecteur dans P. aeruginosa par électroporation consiste à
rendre les cellules perméables à l’ADN au moyen d’une décharge électrique. On
utilise la technique de Enderle et Farwell afin de préparer des cellules
électrocompétentes (Enderle et Farwell, 1998). Les bactéries sont prélevées sur une
boîte fraîche (étalement de 16 h) et lavées deux fois à l’eau stérile. De 5 à 50 ng de
plasmide à intégrer, dilué en TE, sont ensuite incubés avec 40 µl de suspension
bactérienne pendant 30 minutes dans la glace. L’électroporation est réalisée dans
une cuve d’électroporation préalablement refroidie à -20°C sur laquelle est appliquée
une décharge de 1800 V pendant 5 millisecondes (appareil Electro Cell Manipulator
ECM 399, BTX). Le mélange est repris par 1 ml de milieu LB puis incubé 1 heure à
37°C sous agitation (300 rpm). Les transformants so nt sélectionnés sur milieu PIA ou
LB contenant l’antibiotique approprié.
II-J. Mutagenèse par échange allélique chez Pseudomonas
aeruginosa
La mutagenèse par échange allélique consiste à remplacer un gène d’intérêt par une
séquence définie au moyen d’une insertion/délétion. Cette séquence comporte
généralement un marqueur de sélection, qui peut être un gène de résistance à un
antibiotique, pour sélectionner les souches recombinantes. En plus, elle peut
également porter le gène ciblé, muté, ou un autre gène d’intérêt pour en étudier les
effets dans un contexte chromosomique, plus proche des conditions physiologiques
de la bactérie sauvage que dans un contexte plasmidique. L’échange allélique est
effectué par une double recombinaison homologue entre les séquences homologues
aux séquences flanquantes du gène d’intérêt. La technique utilisée est celle
développée par Quénée et al et adaptée du travail de Schweizer et Hoang et de
Marx et Lidstrom (Quénée, Lamotte, et Polack, 2005). Elle repose sur l’utilisation

69
d’un vecteur suicide, pEX100Tlink, incapable de se répliquer chez P. aeruginosa. Il
possède un site de clonage multiple, le gène bla3 qui confère une résistance à
l’ampicilline et à la carbénicilline pour P. aeruginosa et le gène sacB qui induit une
sensibilité au saccharose. Le produit du gène sacB est une enzyme permettant de
dégrader le saccharose ; il en résulte un dérivé toxique pour la bactérie.
II J-1. Echange allélique
Les fragments de 1 à 2 kb, correspondant aux séquences flanquantes 5’ et 3’ du
gène d’intérêt, sont d’abord clonés dans le vecteur pEX100Tlink, puis le gène aacC1
conférant une résistance à la gentamicine est inséré entre ces deux fragments. Ce
gène de résistance est flanqué de deux courtes séquences nucléotidiques, loxP,
reconnues par la recombinase Cre qui permettra d’exciser le gène de résistance
aacC1 une fois la double recombinaison sélectionnée. Ce vecteur est ensuite
transféré dans la souche de P. aeruginosa par conjugaison biparentale.
II J-2. Conjugaison biparentale
La conjugaison biparentale est réalisée avec la souche d’E. coli S17.1 contenant le
vecteur d’échange allélique. La souche d’E. coli et la souche de P. aeruginosa sont
cultivées jusqu’en phase exponentielle de croissance puis mélangées et déposées,
sans étalement, sur milieu LB gélosé sans NaCl. Après une nuit à 37°C, la culture
est reprise dans 1 ml de milieu LB et étalée sur milieu PIA contenant de la
gentamicine. Le vecteur pEX100Tlink ne pouvant se répliquer dans P aeruginosa,
seules les souches ayant intégré le gène aacC1 par simple ou double recombinaison
homologue entre les séquences flanquantes du gène d’intérêt pourront se
développer sur ce milieu.
II J-3. Sélection des clones double recombinant
L’événement de recombinaison peut être simple ou double. Une simple
recombinaison, entre une séquence flanquante du gène d’intérêt au niveau du
plasmide et son homologue génomique entraîne l’insertion complète du plasmide
pEX100Tlink, incluant les gènes bla et sacB, dans le génome. Chez ces clones

70
simple recombinant (SR), le gène d’intérêt est reconstitué et non invalidé. Lors d’un
évènement de double recombinaison homologue, un pour chaque partie flanquante
du gène, le gène d’intérêt est remplacé par le gène de résistance à la gentamicine
sans incorporation des gènes bla et sacB dans le génome. Ce sont ces clones
double recombinant (DR) que l’on cherche. En premier lieu, les clones recombinants,
ayant incorporé dans leur génome le gène aacC1, sont sélectionnés sur milieu PIA
contenant de la gentamicine. La proportion de clones DR obtenue ensuite est
variable selon le gène ciblé, en raison des différents niveaux de compaction de l’ADN
qui rendent des zones du génome plus ou moins accessible à la recombinaison.
Ensuite, les colonies sont contre sélectionnées sur le milieu LB avec saccharose 5%
grâce au gène sacB. Du fait de la toxicité qu’entraîne la présence de ce gène sur ce
milieu, seuls les clones ayant éliminé sacB pourront se développer. Ceci se produit
soit par réversion du premier événement de recombinaison, soit par un second
événement de recombinaison conduisant à une souche DR. Ces clones contre
sélectionnés sont ensuite repiqués sur milieu PIA gentamicine pour éliminer les
révertants et sur PIA cabénicilline afin de sélectionner les clones DR.
Ces mutants par insertion/délétion, avec un profil double recombinant, sont ensuite
vérifiés par PCR sur ADN génomique ou Southern blot.
II J-4. Excision du gène de résistance
Pour exciser le gène de résistance aacC1, les clones DR sont électroporés avec le
plasmide pCM157 portant un gène de résistance à la tétracycline et le gène codant
le recombinase Cre. Cette enzyme reconnaît une séquence oligonucléotidique
spécifique nommée loxP et entraîne une délétion par une recombinaison entre deux
sites loxP. Les clones transformants sélectionnés sur tétracycline sont ensuite
cultivés en milieu LB liquide supplémenté de tétracycline afin de permettre
l’expression de l’enzyme Cre et l’élimination du gène aacC1. Ensuite, on cure le
plasmide pCM157 en réalisant plusieurs cultures en milieu LB liquide sans
antibiotique. Enfin, les colonies sont repiquées sur milieu PIA, PIA tétracycline pour
vérifier que le plasmide a été curé et sur milieu PIA gentamicine afin de sélectionner
les clones ne possédant plus le gène aacC1. L’excision de ce gène est vérifiée par
PCR sur l’ADN génomique de ses mutants.

71
III. Culture cellulaire
III-A. Interaction des bactéries avec des polynucléaires neutrophiles
III A-1. Préparation des polynucléaires neutrophiles
Les polynucléaires neutrophiles (PNNs) sont obtenus à partir de sang frais (prélevé
en tube de 5 ml sur anticoagulant : citrate de sodium) selon le protocole suivant.
Trois volumes de sang pour un volume de Dextran T500 2% en eau stérile sont
mélangés par retournement, puis le mélange est sédimenté 30 minutes à 37°C.
Ensuite le plasma est déposé sur Ficoll 400 d=1.077 (2 volumes pour 1 volume), puis
centrifugé à 500 g pendant 30 minutes à 20°C. Le cu lot contenant les PNNs et les
hématies est remis en suspension dans 3 volumes d’eau distillée glacée pendant 30
secondes pour lyser les hématies puis l’isotonicité est rétablie par l’ajout d’un volume
de NaCl 3.5%. Après centrifugation à 300 g pendant 10 minutes à 4°C, le culot de
PNNs est lavé une fois par un petit volume de mHBS (Hepes 15 mM, glucose 8 mM,
HCl 4 mM, NaCl 140 mM, MgCl2 0.5 mM, CaCl2 0.9 mM, pH 7.4), la centrifugation
est réalisée dans les mêmes conditions que précédemment. La concentration est
ajustée à 107
PMN/ml par comptage sur cellule de Malassez. Les PNNs sont
conservés dans la glace s’ils ne sont pas utilisés dans le ¼ d’heure suivant.
III A-2. Préparation de P. aeruginosa
Une culture en phase stationnaire de P. aeruginosa est réensemencée en LB à 0.1
de DO600 puis cultivée jusqu'à une DO600 comprise entre 1.5 et 2. Les bactéries sont
ensuite lavées une fois en mHBS, ajustées à 109
bactéries/ml puis opsonisées avec
du sérum humain hétérologue du groupe AB ou autologue durant 20 minutes. Durant
l’infection le milieu contient 10 % de sérum.
III A-3. Interaction des PNNs avec les bactéries
L’infection est réalisée pendant 3 heures à 37°C en microplaques 96 puits dans un
volume final de 200 µl/puits dans les conditions suivantes : 100 µl de la solution de

72
PNNs (106
cellules/puits) sont mélangés avec 100 µl de bactéries opsonisées et
diluées pour obtenir les multiplicités d’infection (MOI, multiplicity of infection : rapport
entre le nombre de bactéries et le nombre de cellules) désirées.
III A-4. Mesure de la cytotoxicité des bactéries
La cytotoxicité des bactéries envers les cellules est estimée en déterminant la
nécrose des PNNs par mesure de la LDH (lactate déshydrogénase) libérée dans le
milieu. La présence de cette enzyme cytosolique dans le surnageant d’infection
reflète la perte de l’intégrité membranaire des PNNs lors du processus de nécrose.
On utilise le Kit « Cyotoxicity detection kit » (Roche, France). Cette méthode est
basée sur la détection de l’activité LDH par un test enzymatique colorimétrique : dans
une première étape le NAD+
est réduit en NADH+H+
lors de la conversion du lactate
en pyruvate catalysée par la LDH ; dans une seconde étape la diaphorase transfert
les protons du NADH+H+
sur le sel de tétrazolium (jaune pâle) qui est alors réduit en
sel de formazan (rouge). Trente microlitres du surnageant d’infection sont prélevés
délicatement afin de ne pas accidentellement activer les PNNs intacts et augmenter
indûment la concentration en LDH et ajoutés à 100 µl du mélange de révélation dans
une microplaque à puits à fond plat. Après 30 minutes à l’obscurité et à température
ambiante, la DO492 de chaque puits est mesurée. Le contrôle positif (100% de
cytotoxicité) s’obtient en ajoutant à des PNNs seuls 1% de Triton X100, 30 minutes
avant de prélever le surnageant. Le pourcentage de cytotoxicité est déterminé selon
le calcul suivant : Cytotoxicité (%) = (DO492 test/ DO492 contrôle positif)x100.
IV. Expérimentation animale
Les animaux utilisés pour le modèle d’infection pulmonaire aiguë, décrit par
Pennington et Ehrie, sont des rats Sprague Dawley de 280 à 380 grammes (Charles
River Laboratoires France, St Germain/l’Arbresle, France) (Pennington et Ehrie,
1978). Ils sont tous certifiés indemnes d’infection et hébergés à la Faculté de
Médecine de Lille avec de la nourriture et de l’eau à volonté.
Les cultures de bactéries, utilisées pour l’instillation intratrachéale, ont été lavées
deux fois et resuspendues dans une solution saline à 0,9% tamponnée puis diluées à

73
la concentration désirée. L’instillation a été réalisée sous une brève anesthésie à
l’éther. Après un badigeonnage à l’alcool, une petite incision a été pratiquée sur la
face ventrale du cou. Ainsi exposée, la trachée a été injectée, à l’aide d’une aiguille
de 28 gauge, avec la solution bactérienne à raison de 0,5 ml/kg, suivie de 0,5 ml d’air
(Le Berre et al., 2004;Viget et al., 2000). L’incision a été refermée par un point de
suture. Les animaux ont été étudiés 24h après l’instillation des bactéries.
V. Techniques de biochimie
V-A. Préparation des échantillons
V A-1. Activation du SSTT de P. aeruginosa
Le SSTT de P. aeruginosa est inductible par contact avec une cellule cible. In vitro, il
peut être activé par déplétion calcique. Du milieu LB, avec antibiotique si nécessaire,
est ensemencé à une DO600 de 0,1 à partir d’une préculture de 16h. Lorsque cette
culture a atteint une DO600 entre 0,8 et 1,2, le nombre de bactéries nécessaire pour
ensemencer le volume de milieu d’induction à une DO600 égale à 0,1 ou 0,2 est lavé
une fois en milieu LB frais. Le milieu d’induction est en règle générale du LB
complémenté par 5 mM d’EGTA, un chélateur des ions calcium et 20 mM de MgCl2
pour complémenter le milieu en ions divalents afin de permettre une bonne
croissance des bactéries. Une culture dans du LB seul est réalisée comme contrôle
négatif.
V A-2. V.1.2 Etude des protéines des surnageants de culture de P.
aeruginosa
Après 3 heures de culture en condition induite ou non induite, la population
bactérienne est mesurée par densité optique à 600 nm. Les cultures sont
centrifugées 5 min à 17500 rpm et le volume de surnageant de culture à récolter est
calculé en fonction de la population bactérienne mesurée en densité optique. Ce

74
volume est calibré sur la densité optique moyenne après 3 heures de culture : DO =
1.5. Chaque échantillon de surnageant correspond donc à un même nombre de
bactéries, et peut alors être analysé directement. Cependant, pour visualiser les
protéines présentes dans les surnageants de culture il est préférable de les
concentrer par précipitation.
VA 2-a) Précipitation au PCA
L’acide perchlorique (PCA) à 15 %, à 4°C pendant un e nuit, entraîne la précipitation
des protéines contenues dans une solution aqueuse. Les protéines sont ensuite
centrifugées pendant 30 min à 17500 rpm et lavées au moins trois fois à l’acétone à -
20°C. Une fois l’acétone du dernier lavage complète ment évaporé, l’échantillon de
protéines est sous forme d’un culot sec. Ce culot peut être repris dans un petit
volume de tampon de charge d’électrophorèse SDS-PAGE par exemple.
VA 2-b) Précipitation au TCA
L’acide trichloroacétique (TCA) à 12.5 %, a les mêmes propriétés que le PCA.
Cependant, la précipitation des protéines contenues dans une solution est plus
rapide, elle se fait dans la glace pendant 30 min. Les protéines sont ensuite traitées
de la même façon que lors de la précipitation au PCA.
V-B. Dosage de l’activité enzymatique Catéchol Dioxygénase (CDO)
Le gène de Pseudomonas putida, xylE, code une protéine catéchol-2,3-oxygénase
(CDO), qui transforme le catéchol en semialdéhyde 2-hydroxymuconique, un pigment
jaune visible à l’œil nu et qui peut être mesuré par spectrophotométrie. L’activité
CDO dans une solution, lysat bactérien, lysat cellulaire ou surnageant de culture, est
mesurée en ajoutant 15 mM de catéchol dans la solution à tester. L’activité CDO est
suivie en cinétique à 375 nm. La quantité d’enzyme est calculée selon la formule
(∆DO375/4.4×104) × 106 = nombre de mU.

75
V-C. Electrophorèse SDS-PAGE
La migration en gel vertical de polyacrylamide en présence de SDS permet de
séparer les protéines en fonction de leur masse moléculaire. En effet, les protéines
sont toutes chargées négativement par le SDS. Le gel de polyacrylamide en
condition dénaturante (SDS-PAGE) est généralement composé d’un « gel de
concentration » placé au dessus d’un « gel de séparation ». Le pourcentage
d’acrylamide du « gel de séparation » varie selon la taille des protéines à séparer. La
plupart des gels contiennent 8 à 15 % d’acrylamide.
Les protéines sont dénaturées dans du tampon de dépôt (Tris pH 6.5 630mM, 0.05%
Bleu de Bromophénol en Glycérol, EDTA pH7 10 mM, SDS 20%, β-mercaptoéthanol
2.5%) et par chauffage à 100°C pendant 5 minutes av ant d’être déposées sur le gel
de concentration. La migration est réalisée à 10 mA dans le tampon d’électrophorèse
(Tris 50 mM, glycine 380 mM, SDS 0,5 %).
Tableau 4 : Composition des gels SDS-PAGE
Gel de concentration Gel de séparation
5% 10% 12,5%
Acrylamide 30 % 0,4 ml 3,5 ml 4,4 ml
Eau qsp 2,6 ml qsp 11 ml qsp 11 ml
Tampon A (Tris 1,5 M,
SDS 0,4%, pH=8,8)
/ 2,65 ml 2,65 ml
Tampon A' (Tris 0,5 M,
SDS 0,4 %, pH=6,8)
1,3 ml / /
APS 10 % 18 µl 65 µl 65 µl
Temed 5 µl 12,5 µl 12,5 µl
V-D. Analyse des protéines
V D-1. Coloration au bleu de Coomassie
Les protéines du gel d’acrylamide sont colorées, une heure, par le bleu de
Coomassie R250 0,25% (p/v) dilué dans une solution d’acide acétique/éthanol/eau

76
(v/v/v/, 10/50/40). La décoloration par une solution d’acide acétique/éthanol/eau
(v/v/v/, 10/30/60) fait apparaître les protéines qui retiennent la coloration bleue. Le
gel est séché entre deux feuilles de cellophane afin d’être conservé.
V D-2. Western blot
Après séparation des protéines par migration électrophorétique SDS-PAGE, il est
possible de détecter spécifiquement la présence d’une protéine donnée. Les
protéines sont transférées sur une membrane de nitrocellulose et mises en évidence
par immunomarquage grâce à un anticorps spécifique.
VD 2-a) Transfert semi-sec
Le transfert des protéines sur la membrane de nitrocellulose se fait dans un appareil
de transfert semi-sec. Entre des feuilles de papier Wattman imbibées de tampon de
transfert (Tris 25 mM, Glycine 129 mM, Méthanol 10%, SDS 0.01%), le gel
d’acrylamide contenant les protéines est déposé sur une membrane de
nitrocellulose. Ce « sandwich » est réalisé entre deux électrodes et le transfert du gel
d’acrylamide sur la membrane est réalisé sous un courant de 60 mA pendant 1 h.
VD 2-b) Immuno-détection
Après le transfert, la membrane est saturée 45 min avec une solution de TBS 1X
(Tris 50 mM, NaCl 200 mM, pH 7.5) contenant 0.05 % de Tween20 et 3 % de lait
écrémé. L’action détergente du Tween20 et l’action saturante des protéines du lait
préparent la membrane pour l’immuno-détection par un anticorps spécifique. La
membrane est ensuite lavée à plusieurs reprises par du TBSTween 1X. L’anticorps
spécifique de la protéine à détecter est dilué à la concentration requise (entre
1/500ème
et 1/5000ème
) dans du TBSTween 1X et incubé sur la membrane pendant
1h30. La membrane est lavée à plusieurs reprises par du TBSTween 1X afin
d’éliminer l’excédent d’anticorps primaire et les liaisons non spécifiques. La
localisation de la fixation de cet anticorps sur la membrane se fait avec un anticorps
secondaire, spécifiquement dirigé contre l’anticorps primaire. L’anticorps secondaire

77
est dilué à la concentration requise (entre 1/2000ème
et 1/10000ème
) dans du
TBSTween 1X et incubé sur la membrane durant 45 min. L’anticorps secondaire peut
être couplé à la peroxydase pour une détection en chimiluminescence.
V-E. Mesure de l’activation transcriptionnelle des gènes du SSTT
V E-1. Par fluorescence
Le plasmide pIApCgfp contient le gène de la Green Fluorescent Protein modifié
(gfpmut3) comme gène rapporteur du promoteur pC, placé en amont (Dacheux,
Attree, et Toussaint, 2001). Les souches à étudier sont transformées par ce
plasmide. Chaque souche est alors cultivée en présence ou en absence de calcium.
Après 3 heures d’induction, chaque culture est ajustée à 1 de DO600 dans de l'eau
distillée. La fluorescence est mesurée par un fluorimètre (λ excitation à 485 nm, λ
émission à 527 nm) et exprimée en pourcentage de la culture témoin. L'activité
transcriptionnelle du promoteur est liée à la quantité de fluorescence émise par
rapport à la condition témoin.
V E-2. Par luminescence
L’analyse de l’activité transcriptionnelle des gènes du SSTT a également été réalisée
par mesure de la bioluminescence émise par les bactéries possédant l’opéron
luxCDABE. Les promoteurs de l’opéron exsCEBA ou du gène exoS ont été fusionnés
en amont de l’opéron luxCDABE sans promoteur donnant les plasmides mini-CTX-
exsCplux et mini-CTX-exoSplux. Les gènes rapporteurs ont ensuite été transférés
dans le chromosome des différentes souches de P. aeruginosa au niveau du gène
attB par recombinaison homologue selon la technique développée par (Becher et
Schweizer, 2000;Laskowski, Osborn, et Kazmierczak, 2004). Les souches suivent le
protocole d’activation du SSTT et la mesure par un luminomètre des unités relatives
de luminescence (RLU) de la culture, rapportées à la DO600, permettent d’estimer
l’activité transcriptionnelle du promoteur.

78
V-F. Analyse du surnageant de culture bactérien
V F-1. Préparation du surnageant
Une préculture en LB de 16 h, est utilisée pour ensemencer une culture en LB de
volume X à une DO600 de 0,05. Après 6 h de culture, les bactéries sont centrifugées
5 min à 10 000g puis remises en culture dans un volume X/2 de milieu minimum VB
pendant 16 h. La culture est ensuite centrifugée à 15 000 g durant 20 min à 4°C et le
surnageant est récupéré.
V F-2. Précipitation et extraction
Le surnageant est concentré par lyophilisation, repris par de l’eau puis précipité par 3
volumes d’éthanol absolu pendant 30 min à –20°C. Le s sels sont éliminés par
centrifugation à 9000g durant 15 minutes à 4°C. Le surnageant est ensuite passé au
rotavapor pour éliminer l’éthanol, puis lyophilisé. Ce lyophilisat est repris par un petit
volume d’eau distillée puis extrait 3 fois par 1 volume d’acétate d’éthyle acidifié
(acide acétique 0.01 %) selon la méthode décrite (Pesci et al., 1999). La phase
organique est séchée au rotavapor, la phase aqueuse est lyophilisée. Cette
extraction a été réalisée en collaboration avec le Dr MG.Dijoux du laboratoire de
Pharmacognosie de la faculté de Pharmacie de Grenoble.
V F-3. Analyse par LC-MS-MS
Pour déterminer le type de molécules présentes dans le surnageant de culture
notamment les homosérines lactones, celui-ci a été analysé par chromatographie
suivie d’une spectrographie de masse (LC-MS-MS) selon la technique développée
par Morin et al (Morin et al., 2003). Le surnageant après la culture en milieu VB est
extrait trois fois avec ½ volume de dichlorométhane. L’extrait dichlorométhane est
ensuite séché sur du sulfate de magnésium anhydre, filtré et évaporé au rotavapor.
Le résidu sec est ensuite repris par 0.5 ml d’acétonitrile puis analysé conformément
au protocole décrit par Morin et al (Morin et al., 2003).

Présentation du travail
79
PRESENTATION DU
TRAVAIL

81
L’adaptation et la survie de P. aeruginosa dans un nouvel environnement dépendent
de sa capacité à exprimer au moment opportun les gènes appropriés, notamment
ceux contrôlant ces systèmes de virulence. Le système de sécrétion de type III est
l’un de ces systèmes qui est fortement impliqué dans les processus d’invasion de P.
aeruginosa. Le SSTT est activé par un contact avec une cellule ou une déplétion
calcique et réprimé lorsque les bactéries se trouvent sous forme de biofilm. Différents
phénotypes ont été observés pour ce facteur de virulence lors d’une infection
pulmonaire chronique chez des patients atteints de mucoviscidose, sans qu’il y ait, a
priori, de mutations des gènes du SSTT : un phénotype dit inductible par l’un des
signaux précédents et un phénotype dit non inductible. Le premier est majoritaire
chez des bactéries isolées au début de l’infection, les souches présentant le second
phénotype semblent s’accumuler au cours de l’infection et pourraient provenir des
isolats bactériens persistant sous forme de biofilm.
Nous nous sommes intéressés d’une part aux phénomènes permettant la répression
du SSTT lors de la formation du biofilm et d’autre part à la possibilité d’un retour à un
SSTT inductible à partir de souches non inductibles.
Dans un premier temps, nous avons cherché à comprendre la bascule de l’état non
inductible à l’état inductible entre des souches possédant le même génotype en
posant l’hypothèse d’un mécanisme épigénétique. A partir des données de régulation
connues et à l’aide d’outils informatiques de modélisation, nous avons d’abord
montré qu’un phénomène d’épigénèse est possible au sein du réseau de régulation
du SSTT. Ensuite, le logiciel utilisé nous a également permis de prévoir les
expériences pour valider notre hypothèse. A l’aide d’un système permettant
l’expression inductible du régulateur ExsA, nous avons montré qu’une modification
épigénétique peut être à l’origine de l’acquisition d’un état inductible pour le SSTT.
L’acquisition d’un phénotype cytotoxique dépendant du SSTT, par ce mécanisme, a
été confirmée in vivo au moyen d’un modèle d’infection pulmonaire aiguë. Nous
avons ainsi démontré qu’un phénomène d’épigénèse peut réguler l’inductibilité du
SSTT et qu’il pourrait être à l’origine des deux phénotypes observés pour ce facteur
de virulence dans les souches présentes dans les poumons.

82
Dans un second temps, nous avons étudié le SSTT en fonction de la croissance
bactérienne. A l’aide de fusions transcriptionnelles nous avons mis en évidence que
l’expression de ce facteur de virulence est dépendante de la densité cellulaire.
Ensuite, nous avons démontré que l’activation du régulateur ExsA est inhibée à
densité cellulaire élevée par un signal produit et sécrété par les bactéries. Cette
inhibition portant les traits d’une régulation de type quorum sensing (QS), nous avons
évalué le rôle des différents systèmes de QS chez P. aeruginosa. Pour cela les
gènes des synthases des signaux PAI1, PAI2 et PQS ont été invalidés puis la
capacité d’inhibition du SSTT de ces souches a été testée. De la même façon que la
souche parentale, les souches mutantes conservent une expression du SSTT
dépendante de la densité cellulaire et elles sont toujours capables de produire le
signal inhibiteur. Ces résultats démontrent que la répression du SSTT à densité
cellulaire élevée est due à un mécanisme de type quorum sensing différent et
indépendant du quorum sensing connu chez P. aeruginosa.

Résultats
85
I. Acquisition d’une cytotoxicité dépendante du SSTT par un
mécanisme épigénétique
Ce travail a été réalisé en collaboration avec J. Guespin (co-directeur de thèse), A.
Mérieau (laboratoire de microbiologie du froid d’Evreux) et B. Guery (EA2689 CHRU
de Lille) pour la partie expérimentale et l’équipe de G. Bernot (LaMI au Génopôle
d’Evry) pour l’analyse bioinformatique. Il fait l’objet d’un manuscrit soumis à BMC
bioinformatics (voir Article 1 en annexe).
Le système de sécrétion de type III est activé par contact cellulaire ou en déplétant le
milieu de culture en calcium. L’activation provoque l’expression du régulateur global
du SSTT, ExsA, qui active l’ensemble des gènes de ce système de virulence y
compris sa propre expression formant une boucle de rétroaction positive. Certaines
souches de P. aeruginosa dites non inductibles possèdent l’ensemble des gènes
nécessaires au fonctionnement du SSTT. Cependant, elles ne sécrètent pas les
toxines du SSTT ou ne présentent pas une cytotoxicité dépendante du SSTT lors
d’un signal d’activation in vitro ou in vivo alors qu’elles en étaient, et qu’elles en sont
toujours capables, si le système est réactivé par une surexpression d’exsA. Cela a
été montré chez des souches isolées de patients atteints de mucoviscidose à
différents stades de l’infection. En effet, des études sur des isolats clonaux issus d’un
même patient montrent que les bactéries capables de sécréter les toxines du SSTT
peuvent être isolées en grande proportion au début de l’infection puis que la
proportion de ces bactéries diminue à mesure que celles-ci persistent dans les
poumons, bien qu’elles possèdent les gènes nécessaires à l’expression du SSTT
(Feltman et al., 2001;Jain et al., 2004). De plus, dans la plupart des souches testées,
devenues non inductibles, une surexpression d’ExsA en trans, permet de rétablir un
phénotype similaire à celui du début de l’infection en terme de cytotoxicité
dépendante du SSTT et de sécrétion des toxines du SSTT (Dacheux, Attree, et
Toussaint, 2001). Ainsi, bien que ces souches possèdent apparemment tous les
gènes nécessaires à l’expression du SSTT, elles peuvent présenter deux
phénotypes différents. Ainsi on peut trouver différentes souches de PAO1 issues de

Résultats
86
patient ou de l’environnement se différenciant entre autre par l’inductibilité du SSTT
sans que l’on ait pu expliquer ces différences à ce jour.
Plusieurs hypothèses peuvent être émises quant aux mécanismes sous-jacents à
cette dualité de phénotype. La perte d’inductibilité du phénotype de sécrétion de type
III, après un passage dans les poumons, peut être due à une mutation dans la
cascade de régulation conduisant à l’expression du gène exsA ou à la mutation de
l’opéron exsCEBA lui-même. L’environnement pulmonaire sélectionnerait ensuite ces
mutations expliquant l’accumulation des souches non inductibles au fur et à mesure
de la persistance de l’infection. Une seconde hypothèse, faisant intervenir un
phénomène d’épigénèse, peut également être formulée. En effet, deux
caractéristiques du SSTT sont en accord avec celle-ci. Il existe dans la régulation du
SSTT, une boucle de rétroaction positive qui est nécessaire pour une épigénèse
(figure 13A) et il semble exister deux états d’inductibilité pour le SSTT chez des
souches possédant apparemment le même génotype. Ces deux phénotypes du
SSTT pourraient correspondre aux deux états stationnaires inhérents à un système
possédant une boucle de rétroaction positive dans lequel intervient un phénomène
d’épigénèse.
Ces deux hypothèses ne sont pas forcément incompatibles puisqu’une modification
épigénétique peut être la cause initiale du changement de phénotype d’inductible à
non inductible dans les poumons, suivie d’une mutation qui stabilise le phénotype.
Choisir entre l’une de ces hypothèses ne peut se faire en utilisant uniquement des
techniques de biologie « classiques ». En effet, en ce qui concerne la première,
l’absence de mutation est difficile à prouver du fait d’une connaissance incomplète
des réseaux de régulation contrôlant le SSTT. Cette mutation peut également
apparaître après le changement de phénotype et le stabiliser sans en être
responsable. Pour la seconde hypothèse, bien que la boucle de rétroaction positive
sur le gène exsA soit en faveur d’un phénomène d’épigénèse, il existe aussi une
boucle de régulation négative sur le gène exsA (figure 13A). Cette boucle étant
favorable à une homéostasie, il n’est donc pas évident que le réseau de régulation
du SSTT permette de prédire la possibilité d’une bi-stabilité : phénotype non
inductible / inductible.
L’utilisation d’outils mathématiques est donc nécessaire pour aider à déterminer si
l’hypothèse épigénétique est cohérente et si un modèle du SSTT, conduisant à deux

Résultats
87
états stables, peut être défini. Ce modèle devra également être cohérent avec les
données biologiques connues pour correspondre à l’hypothèse d’épigénèse pour
l’inductibilité du SSTT.
I-A. Modélisation de la régulation du SSTT
I A-1. Description par la logique généralisée
Pour évaluer la validité de l’hypothèse épigénétique, la modélisation de la dynamique
de tout le réseau de régulation du SSTT n’est pas indispensable. Puisque ce sont les
interactions entre les boucles de régulation positive et négative au niveau d’exsA qui
déterminent la possibilité d’une multistationnarité ou d’une homéostasie du SSTT ;
nous avons seulement considéré un sous modèle de la régulation de ce facteur de
virulence, restreint aux interactions contenant ces boucles (figure 13B). De plus,
étant donné que nous cherchons à déterminer la capacité d’inductibilité du SSTT,
nous n’avons modélisé que la situation où il est stimulé par une déplétion calcique ou
un contact avec une cellule eucaryote. Pour cela trois variables ont été définies. x et
y représentent respectivement les protéines ExsA et ExsD. La variable de sortie z,
Figure 13 : (A) Schéma simplifié de la
régulation du SSTT lors de
l’activation par contact avec une
cellule cible ou par déplétion
calcique. ExsA s’autorégule, active
l’expression de l’appareil de
sécrétion/translocation, des toxines et
de l’inhibiteur ExsD.
(B) Schéma minimal de régulation
issu de (A) montrant essentiellement
les boucles de rétroaction servant à la
modélisation.
P exsC
Appareil de
sécrétion
ExsA
P exoTP exoS
ExsD
A
B
x=ExsA
y=ExsD
z=toxines
Appareil de sécrétion
+
yx
+
+
+
+
+
- P exsD+
-
E B A
z
P exsC
Appareil de
sécrétion
ExsA
P exoTP exoS
ExsD
A
B
x=ExsA
y=ExsD
z=toxines
+
yx
+
+
+
+
+
- P exsD+
-
E B A
z

Résultats
88
témoin de l’inductibilité, regroupe la production des toxines et de l’appareil de
sécrétion lors d’une induction du SSTT. Les flèches représentent les interactions
positives (+) ou négatives (-) entre les variables.
L’analyse du graphe de la figure 13B a été réalisée par logique généralisée. Le
régulateur ExsA, représenté par la variable x, peut agir sur sa propre expression et
sur l’expression d’ExsD. ExsD, représentée par la variable y, n’agit que sur ExsA. De
plus, il est peu probable que la concentration à laquelle ExsA agit sur lui-même soit
identique à celle à laquelle cet activateur agit sur ExsD. Deux « seuils d’action » ont
donc été associés à ExsA et un seul à ExsD. Et deux modèles dynamiques ont été
définis selon la sensibilité des promoteurs à ExsA (figure 14). Dans un cas le seuil au
dessus duquel x est actif sur lui-même est plus élevé (niveau 2) que celui au dessus
duquel x agit sur y (niveau 1). Dans le second cas, x agit sur lui-même au niveau 1 et
sur y seulement lorsqu’il passe le niveau 2. La variable z, correspondant à
l’expression des toxines et de l’appareil de sécrétion, est une variable dont le niveau
est déterminé par les valeurs de x : les faibles valeurs (phénotype non cytotoxique)
ne permettront pas la production de z qui nécessite des valeurs élevées (phénotype
cytotoxique).
Les graphes exposés dans la figure 13B et la figure 14 sont identiques à ceux
obtenus par Guespin-Michel et Kauffman dans leur analyse d’une acquisition
x y2+
1+
1-
x y1+
2+
1-
A
B
z
2+
z
2+
x y2+
1+
1-
x y1+
2+
1-
A
B
z
2+
z
2+
Figure 14 : Les deux modèles dynamiques
issus de la modélisation de la régulation du
SSTT (figure 1B) selon la sensibilité des
promoteurs à ExsA. (A) Le seuil de
concentration au dessus duquel x agit sur lui-
même est plus élevé (niveau 2) que celui au
dessus duquel x est actif sur y (niveau 1). (B)
Représente le cas inverse. x=ExsA, y=ExsD,
z=toxines/appareil de sécrétion, (-)=inhibition,
(+)=activation.

Résultats
89
possible du phénotype mucoïde par épigénèse (Guespin-Michel et Kaufman, 2001).
Dans ce cas les auteurs ont pu montrer qu’il existait des paramètres, pour chacun
des deux modèles, compatibles avec les données biologiques et conduisant à
l’existence des deux états stables supposés par l’hypothèse d’une modification
épigénétique entre les phénotypes mucoïde et non mucoïde. Les mêmes équations
et les mêmes paramètres conduisent à démontrer la cohérence de l’hypothèse
épigénétique pour l’inductibilité du SSTT (Guespin-Michel et al., 2004).
I A-2. Validation bioinformatique des modèles
Nous avons également eu l’opportunité de collaborer avec une équipe de
bioinformaticiens, ce qui nous a permis de déterminer de façon formelle et
exhaustive l’ensemble des paramètres compatibles avec l’hypothèse épigénétique.
Pour cela, l’équipe du LaMi a mis au point un logiciel dédié, SmbioNet (Bernot et al.,
2004). Les mêmes deux séries de paramètres compatibles avec l’hypothèse
épigénétique ont été obtenues. (Pour une description plus détaillée de l’analyse du
modèle par le logiciel SMBioNet, voir article 1).
D’autre part, cette collaboration a permis de déterminer l’ensemble des preuves à
apporter, nécessaires pour démontrer expérimentalement l’existence de cette
bistabilité. Le graphe d’état correspondant à un de ces modèles et schématisant la
dynamique d’inductibilité du SSTT est représenté en figure 15. Il reprend les
différentes valeurs possibles pour le couple de variables (x,y) et illustre par des
flèches vers quelles valeurs les variables de ce couple tendent à évoluer au cours du
temps. On voit que le système peut évoluer sous deux états stables distincts (dont un
avec des oscillations), ce qui est compatible avec l’hypothèse épigénétique. Ces
deux états diffèrent seulement par la quantité de x et les variations de concentration
de y ne peuvent pas changer le phénotype. En effet, quel que soit l’état de départ, si
la valeur de y change, le système reste dans le même état. La seule possibilité de
basculer de l’un à l’autre nécessite la modification, même transitoire, de la valeur de
x, pour la faire passer, dans ce cas, au-dessus ou au-dessous du seuil 1. Donc, si on
peut montrer qu’une augmentation transitoire de la valeur de x permet de basculer
un système se trouvant dans l’état où x est sous le seuil 1, dans l’autre état et que

Résultats
90
cette modification d’état est stable alors l’hypothèse épigénétique sera pleinement
validée.
I A-3. Détermination d’une validation expérimentale
Les deux états stables issus de l’analyse du modèle sont compatibles avec
l’hypothèse épigénétique et peuvent correspondre aux deux phénotypes observés
pour le SSTT. L’état dans lequel x (ExsA) est en dessous du seuil 1 correspondrait
au SSTT non inductible, le second état avec x au dessus du seuil 1 serait quant à lui
l’image du SSTT inductible. Donc, pour valider l’hypothèse épigénétique
expérimentalement, on doit montrer que l’acquisition du second état (SSTT
inductible) par une souche avec un SSTT non inductible est possible et qu’elle est
stable même après l’arrêt de la perturbation qui a permis la modification du
phénotype.
Ainsi, l’expérience à réaliser est la suivante : à l’aide d’un stimulus, exprimer ExsA à
saturation de façon transitoire dans une bactérie avec un SSTT non inductible, puis
attendre un certain laps de temps pour permettre au système de se stabiliser et
observer le phénotype (e.g. sécrétion des toxines). Ce laps de temps doit être
déterminé expérimentalement. Ici, il signifie « autant de générations bactériennes
possibles ». Si la bactérie n’a pas changé de phénotype alors l’hypothèse
d’épigénèse est erronée. Mais, si une augmentation transitoire du niveau d’ExsA
Figure 15 : Graphe d’état d’un
des résultats obtenu avec le
logiciel SMBioNet en accord
avec l’hypothèse épigénétique
sur le modèle de régulation du
SSTT. Les différentes valeurs que
peut prendre le couple de variables
x et y sont représentées. Les
flèches montrent vers quel état le
couple va évoluer selon les
paramètres définis pour cette
solution du modèle. x=ExsA,
y=ExsD
y
x
(0,0) (1,0) (2,0)
(0,1) (1,1) (2,1)
10 2
1
Seuils de x
Seuilsdey
Etat
stable
Etat stable (avec
oscillations)
y
x
(0,0) (1,0) (2,0)
(0,1) (1,1) (2,1)
10 2
1
Seuils de x
Seuilsdey
Etat
stable
Etat stable (avec
oscillations)

Résultats
91
peut déplacer le système d’un état non inductible à un état inductible stable, alors
l’existence d’une modification épigénétique sera démontrée.
I-B. Démonstration expérimentale de la modification épigénétique
pour l’acquisition d’un SSTT inductible.
I B-1. Construction et validation d’un gène exsA inductible
IB 1-a) Le plasmide pexsAind
Nous avons utilisé le plasmide pexsAind (Thèse de L. Quénée, UJF-Grenoble, 2004)
pour réaliser l’expression transitoire d’ExsA, le facteur de transcription essentiel à
l’expression du SSTT. Ce plasmide contient le gène exsA sous le contrôle du
promoteur tac (ptac) et le gène lacIQ séparés par le terminateur de transcription rrnB
(Stark, 1987) (figure 16A). Le promoteur fort, ptac, est un hybride entre plac et ptrp
respectivement promoteur des opérons lactose et tryptophane chez E.coli. Le gène
lacIQ code un répresseur transcriptionnel qui inhibe l’expression d’exsA. En
présence d’inducteur (du lactose ou de l’isopropyl-beta-D-thiogalactopyranoside,
IPTG), la répression exercée par LacIQ est levée, permettant une surexpression
d’ExsA (figure 16B). Si l’inducteur n’est plus présent dans le milieu, l’expression du
gène exsA à partir du plasmide est de nouveau inhibée. Ce système inductible nous
permet donc de contrôler finement l’expression d’exsA dans le temps.
Le choix de l’inducteur pour activer la transcription s’est porté sur l’IPTG.
Contrairement au lactose, cette molécule diffuse librement à travers les membranes
bactériennes. Cela permet de garder constante la concentration initiale d’inducteur
lors de la supplémentation et d’éviter que le signal ne reste présent dans les
bactéries lorsqu’elles seront placées dans un milieu sans IPTG. Ainsi, l’induction est
quasiment stoppée immédiatement si l'IPTG est éliminé du milieu.

Résultats
92
IB 1-b) Validation du plasmide pexsAind : Complémentation du
mutant CHA-D1 (ExsA-
)
Afin de déterminer si la protéine ExsA, synthétisée à partir du plasmide pexsAind, est
fonctionnelle, nous avons transféré le plasmide pexsAind dans la souche CHA-D1 et
testé son phénotype de sécrétion de type III. Cette souche, dérivée de la souche
parentale CHA qui possède un SSTT inductible, ne produit plus l’activateur
transcriptionnel essentiel au SSTT du fait de l’insertion de la cassette de résistance
aac1 dans le gène exsA (Dacheux et al., 1999). Elle est non cytotoxique et incapable
de sécréter les toxines du SSTT in vitro lors de la déplétion du milieu en calcium.
Figure 16 : (A) Le plasmide pexsAind. Le gène
exsA, sous le contrôle du promoteur tac et le gène
lacIQ sont séparés par le terminateur
transcriptionnel rrnB. (B) Expression inductible
d’exsA. Le répresseur LacIQ inhibe la transcription
d’exsA à partir du promoteur tac. En présence de
l’inducteur (lactose ou IPTG) la structure du
répresseur est modifiée par son interaction avec
l’inducteur empêchant sa liaison sur le promoteur
tac et permettant la transcription du gène exsA.
Inducteur (IPTG)
lacIQexsA
ptac
rrnb
Terminateur
LacIQ
Répresseur
LacIQ
lacIQexsA
ptac
rrnb
Terminateur
ExsA Toxines
/ translocation
LacIQ
+
B
A
Inducteur (IPTG)
lacIQexsA
ptac
rrnb
Terminateur
LacIQ
Répresseur
LacIQ
lacIQexsA
ptac
rrnb
Terminateur
ExsA Toxines
/ translocation
LacIQ
+
B
Inducteur (IPTG)
lacIQexsA
ptac
rrnb
Terminateur
LacIQ
Répresseur
LacIQ
lacIQexsA
ptac
rrnb
Terminateur
ExsA Toxines
/ translocation
LacIQ
+
Inducteur (IPTG)
lacIQexsA
ptac
rrnb
Terminateur
LacIQ
Répresseur
LacIQ
lacIQexsA
ptac
rrnb
Terminateur
ExsA Toxines
/ translocation
LacIQ
+
B
A

Résultats
93
Seule la complémentation de cette souche avec un gène exsA exprimé de façon
continu permet de rétablir un phénotype similaire à la souche CHA (Dacheux et al.,
1999).
La souche CHA-D1(pexsAind) a été cultivée en LB, en présence ou non d’une
déplétion calcique, jusqu'à une densité optique à 600 nm (DO600) égale à 1,5. Pour
induire l’expression du gène exsA, le milieu a été supplémenté avec différentes
concentrations d’IPTG. Les surnageants de culture, correspondant à un même
nombre de bactéries, ont été analysés après SDS-PAGE (figure 17). A partir d’une
concentration de 0,5 mM d’IPTG, la sécrétion des toxines ExoS et ExoT est
détectable lors de la déplétion calcique. Cette sécrétion augmente avec 1 mM d’IPTG
puis reste identique si la concentration d’IPTG augmente. Ces profils de sécrétion
confirment la fonctionnalité de la construction pexsAind. L’expression en trans d’exsA
permet de complémenter la souche CHA-D1 qui retrouve un profil de sécrétion
similaire à celui de la souche parentale CHA, avec la sécrétion des toxines ExoS et
ExoT. Le maximum de sécrétion étant atteint à partir d’une concentration de 1 mM,
nous avons utilisé celle-ci pour la suite de l’étude.
I B-2. La souche PAO1
La souche choisie pour évaluer la validité de l’hypothèse épigénétique est l’une des
souches de PAO1 possédant un SSTT non inductible. L’absence d’inductibilité du
SSTT de cette souche se traduit par un défaut de cytotoxicité dépendante du SSTT
Figure 17 : Profil de sécrétion des souches CHA et CHA-D1(pexsAind) cultivées avec ou sans
déplétion calcique en présence de différentes concentrations d’IPTG. Les protéines sécrétées
ont été séparées par SDS PAGE et colorées au bleu de Coomassie.
IPTG (mM)
PM
(kDa)
ExoT
ExoS
Déplétion
en Ca2+
66
43
1 2 5 10
+ + + +
PM
(kDa)
43
66
0.05 0.1 0.2 0.5
- + - + - + - +
CHACHAD1(pexsAind)
0
+
IPTG (mM)
PM
(kDa)
ExoT
ExoS
Déplétion
en Ca2+
66
43
1 2 5 10
+ + + +
PM
(kDa)
43
66
0.05 0.1 0.2 0.5
- + - + - + - +
CHACHAD1(pexsAind)
0
+

Résultats
94
(Dacheux et al., 1999) sur des cellules et une incapacité à répondre à la déplétion
calcique in vitro par une sécrétion des toxines du SSTT.
Dans un premier temps, cette souche a été électroporée avec le plasmide pexsAind
puis testée pour son phénotype de sécrétion afin de déterminer si elle possédait
l’ensemble des gènes nécessaires au fonctionnement du SSTT. Les souches ont été
cultivées en déplétion calcique, avec ou sans 1 mM d’IPTG, jusqu'à une densité
optique à DO600 d’environ 1,5. Les surnageants de culture, correspondant à un
même nombre de bactéries, ont été analysés par SDS-PAGE.
La souche PAO1(pexsAind) en l’absence d’IPTG sécrète en très faibles quantités les
toxines ExoT et ExoS lors de la déplétion calcique tout comme la souche parentale
PAO1. Par contre, lorsque le gène exsA est exprimé en trans durant toute la durée
de la déplétion calcique, la quantité de protéine sécrétée est similaire à la souche de
référence, CHA (figure 18).
Ces résultats confirment que la souche PAO1 non inductible, qui sécrète en très
faibles quantités les toxines du type III in vitro et qui est peu cytotoxique sur des
cellules (Dacheux et al., 1999), possède bien les gènes nécessaires au
fonctionnement du SSTT à l’exception d’exsA dont on ne sait pas s’il est fonctionnel
par ce biais.
Figure 18 : Profils de sécrétion des
souches CHA, PAO1 et
PAO1(pexsAind) en déplétion
calcique avec ou sans IPTG (1 mM).
Les protéines sécrétées ont été
séparées par SDS-PAGE puis colorées
au bleu de Coomassie.
PM
(Kda)
66
43
- +
IPTG
ExoS
ExoT
PAO1(pexsAind)CHA
PopB/D
PAO1
PM
(Kda)
66
43
- +
IPTG
ExoS
ExoT
PAO1(pexsAind)CHA
PopB/D
PAO1

Résultats
95
I B-3. Effet d’une augmentation transitoire d’ExsA dans une souche
non cytotoxique in vitro
IB 3-a) Phénotype de sécrétion de type III
La modélisation préalablement effectuée du SSTT suggère que la souche PAO1
peut acquérir l’inductibilité du système de sécrétion de type III par un mécanisme
épigénétique si l’expression d’exsA est augmentée, même de façon transitoire.
Différentes souches CHA et PAO1 contenant ou non le plasmide pexsAind, ont donc
été soumises ou non à un pulse d’IPTG durant 20 min en LB à une DO600 de 0,2
(1,2.108
CFU/ml). Ensuite, les bactéries ont été lavées puis mises en culture dans du
milieu LB en déplétion calcique pendant 3 générations. Les protéines des
surnageants de culture, correspondant au même nombre de bactéries, ont été
analysées, après SDS-PAGE, par coloration au bleu de Coomassie ou par Western
blot avec un anticorps spécifique d’ExoS (figure 19 et figure 20).
La souche CHA qui, cultivée en déplétion calcique, sécrète une quantité importante
de toxines ExoS et ExoT, sert de contrôle positif de sécrétion. La souche PAO1 ne
sécrète pas de toxine. En absence d’inducteur, la souche PAO1(pexsAind) sécrète
très peu de toxines. Le pulse d’IPTG de 20 min avant la culture en déplétion
calcique, résulte en une augmentation significative de la sécrétion de la souche
Figure 19 : Profils de sécrétion de différentes souches en déplétion calcique avec ou
sans expression transitoire d’ExsA. Les protéines sécrétées ont été séparées par SDS-
PAGE et colorées au bleu de Coomassie. La souche PAO1(pexsAind) a subi un pulse d’IPTG
de 20 min avant la déplétion calcique ; la souche CHA-D1(pexsAind) a subi ou non un pulse
d’IPTG de 20 min avant d’être cultivée en déplétion calcique avec ou sans IPTG. L’IPTG a été
utilisé à 1mM.
ExoT
ExoS
PM
(kDa)
43
66
CHA PAO1
PAO1
(pexsAind) CHA-D1 CHA-D1(pexsAind)
- +- - - ++ Pulse d’IPTG avant
la depletion en Ca2+
+
-
IPTG pendant la
depletion en Ca2+
ExoT
ExoS
PM
(kDa)
43
66
CHA PAO1
PAO1
(pexsAind) CHA-D1 CHA-D1(pexsAind)
- +- - - ++ Pulse d’IPTG avant
la depletion en Ca2+
+
-
IPTG pendant la
depletion en Ca2+

Résultats
96
PAO1(pexsAind) 3 générations plus tard. Une expression transitoire d’ExsA a donc
permis de basculer le phénotype du SSTT d’une souche d’un phénotype non
inductible, par une déplétion calcique, à inductible.
La souche mutée dans le gène exsA, CHA-D1(pexsAind) ne sécrète pas les toxines
du SSTT après avoir subi un pulse d’IPTG de 20 min. Seule une expression d’ExsA
en trans durant toute la déplétion calcique permet d’obtenir la sécrétion des toxines
ExoS et ExoT. Les mêmes conditions de culture que pour la souche CHA-
D1(pexsAind) ont été appliquées à la souche PAO1∆pA contenant le plasmide
pexsAind. Cette souche est un mutant isogénique de PAO1 ayant subi une délétion
de la séquence non codante entre le gène exsB et exsA, y compris la séquence de
liaison au ribosome. Elle ne peut donc exprimer le régulateur ExsA. Comme la
souche CHA-D1(pexsAind), cette souche ne sécrète pas les toxines du SSTT après
avoir subi un pulse d’IPTG de 20 min. Seule une surexpression continue d’exsA en
trans, au moyen du plasmide pexsAind, permet une sécrétion d’ExoS détectée par
Western blot (figure 20). Cependant, cette sécrétion est beaucoup plus faible que
celle exprimée par PAO1(pexsAind) ou CHA-D1(pexsAind) dans cette condition : la
sécrétion d’ExoS n’est pas visible en coloration au bleu de Coomassie. Les causes
de cette différence ne sont pas connues mais pourraient provenir de la nature même
de la souche.
Figure 20 : Sécrétion d’ExoS chez différentes souches en déplétion calcique avec ou sans
expression transitoire d’ExsA. Les protéines sécrétées ont été séparées par SDS-PAGE. Après
transfert sur membrane de nitrocellulose, la toxine ExoS a été détectée avec un anticorps
spécifique. La souche PAO1(pexsAind) a subi un pulse d’IPTG de 20 min avant la déplétion
calcique ; la souche PAO∆pA(pexsAind) a subi ou non un pulse d’IPTG de 20 min avant d’être
cultivée en déplétion calcique avec ou sans IPTG. L’IPTG a été utilisé à 1mM.
C
H
A
P
A
O
1
(pexsA
ind)P
A
O
1∆
pA
PAO1
∆pA(pexsAind)
+- - ++ Pulse d’IPTG avant la
depletion en Ca2+
+
-
IPTG pendant la
depletion en Ca2+
ExoS
C
H
A
P
A
O
1
(pexsA
ind)P
A
O
1∆
pA
PAO1
∆pA(pexsAind)
+- - ++ Pulse d’IPTG avant la
depletion en Ca2+
+
-
IPTG pendant la
depletion en Ca2+
ExoS

Résultats
97
Ces résultats, avec des mutants incapables d’exprimer ExsA, démontrent que la
souche PAO1 n’est pas un mutant d’exsA. De plus, la capacité d’induction de la
sécrétion des toxines dans la souche PAO1(pexsAind), en déplétion calcique, est
bien due à la réactivation de la boucle de rétroaction positive sur le gène exsA par
une production transitoire d’ExsA en trans, ayant conduit au maintien de l’expression
du gène natif. Cette sécrétion ne peut être imputée à une accumulation de la
protéine ExsA, surexprimée à partir de pexsAind, ou à une « fuite » transcriptionnelle
à partir de ce plasmide, ou encore à des traces d’IPTG restées dans le milieu après
les lavages qui auraient permis l’expression continue d’ExsA en trans. Quelle que
soit la quantité d’ExsA restante ou produite à partir du plasmide pexsAind après le
pulse d’IPTG, elle n’est pas suffisante pour activer la sécrétion des toxines du SSTT
par elle-même, ni dans la souche PAO1∆pA, ni même dans la souche CHA-D1, chez
laquelle, pourtant, l’expression d’exsA à partir du plasmide semble avoir un effet
beaucoup plus important. Cette expérience confirme également que la présence de
la boucle de rétroaction positive au niveau d’exsA est nécessaire à l’acquisition du
phénotype « SSTT inductible » par une modification épigénétique.
IB 3-b) Influence de la déplétion calcique sur la stabilité du
phénotype acquis
Pour démontrer la validité de l’hypothèse épigénétique, l’une des conditions était que
le phénotype acquis par la souche PAO1(pexsAind) soit stable. Nous l’avons mis en
évidence lorsque cette souche a été cultivée pendant 3 générations en déplétion
calcique après le pulse d’IPTG. On peut se demander si cette stabilité peut être
démontrée pendant plus de générations et si la présence de calcium dans le milieu
après le pulse interfère avec l’inductibilité ultérieure. C’est pourquoi, après un pulse
d’IPTG de 20 min, la souche PAO1(pexsAind) a été cultivée dans du milieu LB sans
déplétion calcique pendant 6h ou 8h : condition dans laquelle le SSTT n’est pas
stimulé par la déplétion calcique. Durant ce temps, les bactéries ont été maintenues
en phase exponentielle de croissance par des dilutions séquentielles dans du milieu
LB frais, précédées d’un lavage pour retirer l’ancien milieu. La culture a ensuite été
soumise ou non à une déplétion calcique et les protéines des surnageants de culture
ont été analysés après SDS-PAGE (figure 21).

Résultats
98
Même après 8h de culture en présence de calcium suite au pulse d’IPTG, la souche
est toujours capable de sécréter les toxines ExoS et ExoT sous l’effet d’une déplétion
calcique. L’absence de stimulus d’activation (déplétion calcique) juste après
l’acquisition de l’inductibilité du SSTT n’interfère donc en rien sur l’inductibilité
ultérieure, qui est stable pendant au moins 10 générations.
De façon surprenante, la souche n’ayant pas subi de pulse est également capable de
sécréter les toxines ExoS et ExoT, en déplétion calcique, après les 8h de culture en
quantité beaucoup plus importante qu’après les 6h. On peut supposer que pendant
ces deux heures le niveau d’ExsA dans les bactéries s’est élevé au dessus du seuil
nécessaire pour permuter le phénotype. La quantité de toxines sécrétées à 8h étant
plus faible dans la culture sans le pulse comparée à celle ayant subi le pulse, on peut
penser que la bascule de phénotype n’est pas intervenue dans toutes les bactéries
entre 6h et 8h ou alors qu’elle s’est produite après avoir éliminé le calcium du milieu.
I B-4. Effet d’une augmentation transitoire d’ExsA dans une souche
non cytotoxique in vivo
Il a été montré qu’un SSTT actif est associé à la sévérité des lésions pulmonaires
lors d’une infection à P. aeruginosa chez l’homme et dans des modèles murins
(Hauser et al., 2002;Roy-Burman et al., 2001). De plus, contrairement à la souche
CHA, le mutant CHA-D1, n’induit pas d’augmentation de la quantité de protéines
dans le liquide de lavage broncho-alvéolaire qui est un marqueur d’altération de la
membrane alvéolo-capillaire et d’inflammation, lors d’une infection (Ader et al., 2005).
Figure 21 : Profil de sécrétion
de la souche PAO1
(pexsAind) en déplétion
calcique. La souche a subi ou
non un pulse d’IPTG de 1 mM
de 20 min puis a été
maintenue en phase
exponentielle en LB durant un
temps défini avant la déplétion
calcique comme indiqué. Les
protéines sécrétées ont été
séparées par SDS-PAGE et
colorées au bleu de
Coomassie.
Temps de latence avant la
déplétion en Ca2+
66
43
1 2 3 4
8H
- + Pulse d’IPTG
6H
+ -
PM
(kDa)
ExoT
ExoS
Temps de latence avant la
déplétion en Ca2+
66
43
1 2 3 4
8H
- + Pulse d’IPTG
6H
+ -
PM
(kDa)
ExoT
ExoS

Résultats
99
Nous avons donc recherché si l’acquisition épigénétique d’un phénotype « SSTT
inductible », permettant une sécrétion de toxines in vitro, avait une influence, in vivo,
sur la cytotoxicité de la souche PAO1. Pour cela, un modèle d’infection pulmonaire
aiguë chez le rat par une instillation de bactéries, développé au Laboratoire de
Recherche en Pathologie Infectieuse (Faculté de médecine, Lille), a été utilisé.
Les différentes cultures des souches PAO1 et PAO1(pexsAind) ont subi ou non un
pulse d’IPTG de 20 min puis elles ont été lavées et cultivées en milieu TSB pendant
4 générations avant l’infection. Les rats ont été injectés avec 108
ou 2.109
CFU/ml.
L’atteinte pulmonaire a été estimée par la quantité de protéines présentes dans le
liquide de lavage broncho-alvéolaire des rats (figure 22).
Pour une charge infectieuse de 108
CFU/ml, la souche PAO1(pexsAind), traitée avec
un pulse d’IPTG, est associée à une quantité de protéines (1,6±0,2 g/dl) plus
importante que celle trouvée dans les poumons des rats infectés avec la souche
parentale (0,4±0,03 g/dl). Même à une charge infectieuse dix fois plus importante
(1,04±0,21 g/dl pour la souche PAO1 inoculée à 2.109
CFU/ml) la souche parentale
reste moins cytotoxique que la souche pulsée.
Cette expérience illustre le fait que l’acquisition stable d’un SSTT inductible par une
augmentation transitoire du régulateur transcriptionnel ExsA se traduit par un
accroissement de la cytotoxicité dépendante du type III in vivo.
I B-5. Les limites du plasmide pexsAind
Malgré la présence d’un promoteur inductible contrôlant l’expression d’ExsA, il existe
une transcription résiduelle de l’activateur du SSTT à partir du plasmide pexsAind.
Figure 22 : Cytotoxicité pulmonaire chez
le rat. La quantité de protéines a été
mesurée dans le liquide de lavage
broncho-alvéolaire (BALF) de trois groupes
expérimentaux : PAO1(pexsAind) injectée
à 10
8
CFU/ml avec un pulse d’1 mM
d’IPTG (ITPG+) ou pas (IPTG-), PAO1
injectée à 10
8
CFU/ml ou 10
9
CFU/ml. La
quantité de protéines est significativement
différente entre chaque groupe : *p<0.01,
**p<0.0001. les barres d’erreurs
représentent l’erreur standard.
PAO1(pexsAind)
IPTG +
PAO1 PAO1(pexsAind)
IPTG -
ProteinesdansleBALF(g/dl)
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
1.6
1.8
2.0 *
***
PAO1(pexsAind)
IPTG +
PAO1 PAO1(pexsAind)
IPTG -
ProteinesdansleBALF(g/dl)
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
1.6
1.8
2.0 *
***

Résultats
100
Cette fuite est notamment visible dans les expériences avec la souche
PAO1(pexsAind) en l’absence d’IPTG. Dans la figure 19, en l’absence de pulse
d’IPTG, cette souche présente une faible sécrétion des toxines ExoS et ExoT. Lors
du test de stabilité du phénotype acquis, la souche PAO1(pexsAind), n’ayant pas
subi de pulse et cultivée en LB durant 8h, est capable de sécréter ExoS et ExoT lors
de la déplétion calcique (figure 20 ligne 3). Mais dans les deux cas, cette sécrétion
est moins importante que celle issue de la souche ayant subi le pulse. Cette fuite a
aussi un effet in vivo. Les poumons des rats infectés avec la souche
PAO1(pexsAind) n’ayant pas subi de pulse d’IPTG montrent une quantité de
protéines (0,9±0,1 g/dl) significativement différente et comprise entre celles
provoquées par la souche PAO1(pexsAind) pulsée et la souche PAO1 (figure 22).
Cependant, cette souche ne présente pas une différence significative (p=0,63) avec
la souche PAO1 à un inoculum dix fois plus important.
Ces résultats peuvent s’expliquer par le fait qu’une transcription résiduelle, à partir de
pexsAind, a pu élever le niveau d’ExsA suffisamment pour passer au dessus du seuil
nécessaire pour permuter l’état du SSTT. Cet évènement n’a dû se produire que
dans certaines bactéries au sein de la culture, aboutissant aux phénotypes médians
observés. Ceci pose un problème pour déterminer, au long terme, la durée pendant
laquelle l’inductibilité acquise du SSTT est conservée.
Dans le but d’obtenir un système inductible avec une meilleure répression en
l’absence d’IPTG, le promoteur tac, sur le plasmide pexsAind, a été remplacé par le
promoteur natif, lac, issu d’E. coli conduisant au plasmide placexsAind. La
transcription à partir du promoteur lac est plus « faible ». La sécrétion des différentes
souches avec ou sans pulse d’IPTG a été réalisée comme précédemment (figure
23).

Résultats
101
L’expression transitoire d’ExsA à partir de ce plasmide placexsAind conduit aussi à
une récupération du phénotype inductible avec sécrétion des effecteurs du SSTT.
Cependant la quantité de protéines sécrétées est plus faible qu’avec pexsAind. De
plus, il semble qu’il existe également une transcription résiduelle à partir du
promoteur lac en absence d’inducteur. Le système inductible reste donc à
perfectionner afin d’éviter autant que possible ces phénomènes, probablement dus à
la fuite de la construction, notamment lors des expériences chez l’animal.
PM
(Kda)
67
43
30
- + Pulse d’IPTG
ExoS
ExoT
CHA PAO1
PAO1
(placexsAind)
--
PM
(Kda)
67
43
30
- + Pulse d’IPTG
ExoS
ExoT
CHA PAO1
PAO1
(placexsAind)
-- Figure 23 : Profil de sécrétion
des souches CHA, PAO1 et
PAO1(placexsAind) en déplétion
calcique. Les souches ont subi ou
non un pulse d’IPTG de 20 min
avant la déplétion calcique. Les
protéines sécrétées ont été
séparées par SDS-PAGE et
colorées au bleu de Coomassie.

Résultats
103
II. Régulation de l’expression du Système de Sécrétion de Type III
Lors d’une infection chronique des poumons chez les personnes atteintes de
mucoviscidose, le développement de P. aeruginosa sous forme d’un biofilm joue un
rôle important dans le maintien de la bactérie au sein de l’hôte. Sous cette forme, les
bactéries n’expriment pas et ne sécrètent pas les toxines du SSTT bien qu’elles
possèdent les gènes nécessaires (Hogardt et al., 2004). Il a également été mis en
évidence qu’un changement de phénotype du SSTT de P. aeruginosa apparaît au
cours du temps. La majorité des souches isolées des poumons au début de
l’infection expriment un SSTT inductible puis, plus l’infection progresse plus la
quantité de souches capables d’exprimer un SSTT inductible diminue, même dans le
cas d’isolats issus du même clone (Jain et al., 2004). Comme il est démontré au
chapitre précédant, le maintien de ces deux phénotypes distincts, au sein d’une
population clonale, peut être expliqué par un phénomène d’épigénèse. Mais cela
n’explique pas la répression du SSTT lors du passage d’un mode de croissance
planctonique à un mode en biofilm chez une bactérie possédant un SSTT inductible.
Depuis deux ans, un nombre grandissant de système de régulation ont été mis à jour
dans la régulation du SSTT. Il s’agit principalement de systèmes de régulation à deux
composants. Certains, comme SadARS, sont supposés être le détecteur formant une
charnière entre une croissance sous forme planctonique exprimant un phénotype
virulent avec un SSTT actif et une croissance en biofilm sous laquelle le SSTT est
réprimé (Hogardt et al., 2004;Kuchma, Connolly, et O'Toole, 2005). L’apparition de
ce mode de développement en biofilm est grandement dépendante du quorum
sensing, qui est lui-même dépendant de la densité bactérienne. Nous nous sommes
donc intéressés à la régulation du SSTT en fonction de la densité cellulaire pour
comprendre ce phénomène d’inhibition du SSTT.

Résultats
104
II-A. Rôle de la densité cellulaire
II A-1. Effet de la multiplicité d’infection sur la cytotoxicité dépendante
du SSTT
La première étape dans l’étude de la régulation du SSTT en fonction de la densité
cellulaire a été d’évaluer la cytotoxicité de la souche CHA sur des polynucléaires
neutrophiles (PNNs) en variant la multiplicité d’infection (MOI – nombre de bactéries
par cellules). Ces cellules immunitaires sont celles qui sont retrouvées au niveau
pulmonaire, avec les macrophages, lors d’une infection et ont déjà fait l’objet d’un
modèle pour étudier la cytotoxicité de P. aeruginosa (Dacheux et al., 1999).
La souche CHA et le mutant CHA-D1, possédant un SSTT défectif, ont été cultivés
en LB jusqu'à une DO600 de 1 (6.108
CFU/ml) puis mis en culture pendant 3h avec
106
cellules à une MOI de 10 à 100. La cytotoxicité a été évaluée par la mesure de la
lactate déshydrogénase (LDH) relarguée par les cellules (figure 24).
La mort par nécrose des PNNs, induite par la souche CHA, diminue lorsque le
nombre de bactéries/PNNs augmente : elle passe ainsi de 82% à une MOI de 10 à
Figure 24 : Cytotoxicité des souches CHA et CHA-D1 sur 10
6
PNNs à différentes
multiplicités d’infection (MOI). La mort cellulaire est mesurée en fonction du taux de
LDH relarguée par les cellules lysées. Les contrôles (-) et (+) correspondent
respectivement au taux de mortalité des PNNs sans bactérie et à 100% de lyse après
traitement des cellules au triton X100. CHA-D1 est la souche CHA mutée dans le gène
exsA.
0
20
40
60
80
100
Contrôles
MOI 10 MOI 20 MOI 50 MOI 100 MOI 10
Cytotoxicité(%)
+
CHA-D1CHA
-
0
20
40
60
80
100
Contrôles
MOI 10 MOI 20 MOI 50 MOI 100 MOI 10
Cytotoxicité(%)
+
CHA-D1CHA
-

Résultats
105
52% à une MOI de 100. Lors de l’infection avec une souche ne produisant plus
l’activateur transcriptionnel ExsA (CHA-D1), le pourcentage de PNNs vivants est
similaire à celui trouvé lorsque les PNNs ne sont pas en contact avec les bactéries
(~70%). Ceci suppose que dans ces conditions, la cytotoxicité de CHA envers ce
type de cellules est dépendante du SSTT.
La virulence de la souche CHA, apparemment due au SSTT, diminue donc lorsque le
nombre de bactéries augmente.
II A-2. Effet du stade de croissance sur l’expression transcriptionnelle
du SSTT
Afin de déterminer si cette réduction de cytotoxicité résultait d’une diminution
d’expression des gènes du SSTT, la transcription de l’opéron exsCEBA, régulant le
SSTT, et du gène de la toxine ExoS a été mesurée. Pour ce faire, les promoteurs pC
et pS, correspondant respectivement aux gènes ci-dessus, ont été utilisés pour
réaliser des fusions transcriptionnelles avec deux types de rapporteur : le gène
codant la GFP ou l’opéron luxCDABE permettant la production de bioluminescence.
Les fusions avec la GFP sont portées sur les plasmides pIApCgfp et pIApSgfp. Les
fusions avec l’opéron luxCDABE ont été placées, en une seule copie, dans le
chromosome de la souche CHA au niveau du locus attB selon la méthode décrite par
Becher (Becher et Schweizer, 2000), donnant les souches CHApClux et CHApSlux.
Une fusion traductionnelle, entre les 54 premiers acides aminés d’ExoS et la protéine
XylE, a également été utilisée. Cette construction a été placée en simple copie sur le
chromosome de la souche CHA au niveau du locus du gène exoS donnant la souche
CHAexoS54xylEDR. Cette fusion se trouve sous le contrôle de pS et permet d’évaluer
l’expression d’ExoS en mesurant l’activité catéchol déoxygénase (CDO) portée par la
protéine XylE.
Une préculture des souches CHApClux et CHApSlux a été diluée à une DO600 de 0,1
depuis cultivée jusqu'à une DO600 de 1 puis de nouveau remise à 0,1 de DO600 en
déplétion calcique. Au fur et à mesure de la croissance, la luminescence des
bactéries exprimée en RLU (unité de luminescence relative), qui représente
l’activation du promoteur pC, a été mesurée et normalisée par rapport à la DO600 de
la culture (figure 25).

Résultats
106
Dans la souche CHApClux, la luminescence augmente au cours de la croissance
bactérienne jusqu'à atteindre un pic en fin de phase exponentielle (1,7 de DO600 ~
1.109
CFU/ml). Ensuite, elle diminue au fur et à mesure que la culture gagne en
densité. Au bout de 24 h de culture, la luminescence atteint des niveaux très bas par
rapport à celle de départ (~20 RLU/DO600). Ceci suggèrent un arrêt précoce (vers 1,5
de DO600) de la production de LuxCDABE et donc de l’activité de pC. L’activité du
promoteur de la toxine ExoS présente le même profil que celui du promoteur de
l’opéron exsCEBA, mais avec des valeurs plus faibles et un retard par rapport à la
DO600. Donc, la densité cellulaire module aussi l’expression du gène exoS,
probablement en agissant sur celle de l’opéron exsCEBA qui code l’activateur
général du SSTT.
Pour confirmer ces résultats, la capacité d’activation des promoteurs pC et pS en
déplétion calcique, à différentes phases de croissance, a été déterminée. L’influence
du milieu de culture (milieu frais ou ayant servi à la culture) a également été évaluée.
Pour cela, la souche CHA contenant le plasmide pIApCgfp ou pIApSgfp a été
cultivée à partir d’une DO600 de 0,1 en l’absence d’induction du SSTT (culture mère).
Figure 25 : Activité du promoteur pC et pS dans les souches CHApClux et CHApSlux, en
fonction de la croissance bactérienne lors d’une déplétion calcique. La luminescence (RLU) des
cultures a été mesurée à différents stades de la croissance, représentés par la DO600. Les valeurs de
RLU sont normalisées par rapport à la DO600 et représentent la moyenne (± l’erreur standard) d’au
moins trois expériences indépendantes.
DO600
0,0 0,5 1,0 1,5 2,0 2,5 3,0 3,5 4,0
RLU/DO600
0
1000
2000
3000
4000
5000
DO600
0,0 0,5 1,0 1,5 2,0 2,5 3,0 3,5 4,0
RLU/DO600
0
100
200
300
400
500
600
700
pClux pSlux

Résultats
107
A différents temps au cours de la croissance, représentés par la DO600, un aliquot a
été prélevé puis traité de trois façons différentes :
− l’échantillon a été conservé comme tel.
− les bactéries ont été centrifugées puis reprises dans du milieu de culture frais
tout en conservant la DO600 du prélèvement.
− les bactéries ont été centrifugées puis remises dans du milieu de culture frais à
une DO600 de 0.1.
Chaque essai a ensuite été cultivé avec ou sans induction du SSTT par une
déplétion calcique. Après 3 heures, les bactéries ont été reprises dans de l’eau
distillée à une DO600 de 1 et la fluorescence, représentant l’activité transcriptionnelle
du promoteur de l’opéron exsCEBA ou du gène exoS, a été mesurée. La valeur de la
fluorescence émise est calculée en pourcentage de celle émise par la culture induite
à 0,1 de DO600. Le rapport (fluorescence de la culture induite / fluorescence de la
culture non induite) permet de calculer l’induction transcriptionnelle du gène étudié.
Les résultats sont présentés sur la figure 26.
pSgfp
DO lors de l’induction du SSTT
0,1 0,5 1 2
Induction
0
5
10
15
20
DO d’Induction conservée
Milieu de culture conservé
DO d’Induction conservée
Milieu de culture frais
DO d’Induction remise à DO 0.1
pCgfp
DO lors de l’induction du SSTT
0,1 0,5 1 2 4
Induction
0
5
10
15
20
Figure 26 : Induction des promoteurs de l’opéron exsCEBA (pC) et du gène exoS (pS) en
fonction de la densité bactérienne et du milieu chez la souche CHA. Les valeurs représentent la
moyenne (± l’erreur standard) d’au moins trois expériences indépendantes.

Résultats
108
Comme dans l’expérience précédente, l’expression de l’opéron exsCEBA, lors d’une
activation du SSTT in vitro en LB, est dépendante de la phase de croissance. Les
bactéries en fin de phase exponentielle ou en phase stationnaire de croissance
montrent une capacité d’activation de l’opéron contrôlant le SSTT moins importante
que celles en phase exponentielle de croissance. Les mêmes résultats sont obtenus
avec la fusion entre le promoteur de la toxine exoS et le gène de la GFP (pSgfp). De
plus, cette répression n’est pas due à une carence en nutriments puisque l’inhibition
du SSTT est conservée lorsque le milieu de la culture en phase stationnaire est
remplacé par du milieu LB frais.
L’effet de la densité cellulaire sur l’activité du promoteur pC, lors d’une activation du
SSTT in vitro, a également été testé chez les souches PAOIg et PAO1cyto contenant
le plasmide pIApCgfp. L’induction de pC (fluorescence de la culture induite /
fluorescence de la culture non induite), après trois heures de culture en déplétion
calcique, est représentée sur la figure 27. Comme pour la souche CHA, l’activation
du promoteur pC diminue avec l’augmentation de la densité cellulaire.
Figure 27 : Induction du promoteur de l’opéron exsCEBA à différentes
densités cellulaires chez les souche PAOIg(pIApCgfp) et
PAOcyto(pIApCgfp). La densité est représentée par la DO600 de la culture. Les
valeurs représentent la moyenne (± l’erreur standard) d’au moins trois
expériences indépendantes.
PAO Ig(pIApCgfp) PAO cyto(pIApCgfp)
Induction
0
2
4
6
8
10
12
Activation du SSTT à une DO600 de 0,1
Activation du SSTT à une DO600 de 2

Résultats
109
Dacheux et al. avaient déjà mis en évidence le rôle de la densité cellulaire dans la
cytotoxicité SSTT dépendante de la souche CHA, sur des macrophages (Dacheux et
al., 2000). Shouguang et al. ont également montré ce phénomène avec la souche
PAK sur des cellules HeLa (Ha et Jin, 2001).
L’ensemble de ces résultats laisse à penser que la répression du SSTT, lorsque les
bactéries sont à forte densité cellulaire, ne concerne pas seulement la souche CHA,
mais se produit chez la majorité des souches de P. aeruginosa.
Le mécanisme contrôlant cette répression du SSTT pourrait être de type quorum
sensing puisque ce dernier régule une majorité de facteurs de virulence en fonction
de la densité bactérienne. Si tel est le cas, alors P. aeruginosa doit produire et
sécréter un signal à forte densité cellulaire qui induit la répression du SSTT.
II A-3. Effet du surnageant de culture sur l’expression
transcriptionnelle du SSTT
Afin de déterminer si un signal de type quorum sensing est produit et régule
l’expression du SSTT, l’activité du promoteur pC dans une culture à faible densité
cellulaire a été mesurée en présence de surnageant d’une culture de P. aeruginosa à
forte densité cellulaire.
Ce surnageant de la souche CHA a été produit en milieu minimum VB selon la
méthode décrite dans la partie matériels et méthodes du manuscrit, puis après avoir
été lyophilisé, il a été repris dans de l’eau de façon à le concentrer. L’activation
transcriptionnelle de l’opéron exsCEBA dans la souche CHApClux a été mesurée, in
vitro, en présence de ce surnageant de la souche CHA concentré 1x par rapport au
volume de la culture. La lecture de luminescence a été effectuée à une DO600
comprise entre 1,6 et 1,8 (figure 28).

Résultats
110
L’activation de l’opéron exsCEBA par la déplétion calcique est réprimée par ce
surnageant issu d’une culture en phase stationnaire de croissance. La même
expérience, en présence de milieu VB traité comme s’il s’agissait de surnageant,
n’induit pas de répression.
La même expérience a été réalisée avec le surnageant de deux autres souches de
P. aeruginosa, PAO1 et PAOIg. L’activité du promoteur pS ou pC a été visualisée
dans la souche CHAexoS54xylEDR ou CHA(pIApCgfp), respectivement par mesure
de l’activité CDO ou de la fluorescence des bactéries. Ces souches ont été induites
jusqu'à une DO600 de 1,6 en présence ou non du surnageant des cultures à forte
densité cellulaire des souches CHA, PAOIg ou PAO1. L’activité CDO ou la
fluorescence des bactéries ont été rapportées à la culture induite en l’absence de
surnageant, qui représente 100% d’activité (figure 29). Le surnageant des souches
PAO1 et PAOIg induit une répression de l’activation de pC ou pS similaire à celui de
la souche CHA.
DC- DC+ DC+ surnageant 1x
RLU/DO600
0
1000
2000
3000
4000
5000
Figure 28 : Activité du promoteur pC dans la souche CHApClux, en
présence de surnageant de la souche CHA en phase stationnaire de
croissance. La luminescence (RLU) de la culture a été mesurée entre une
DO600 comprise entre 1,6 et 1,8. Les valeurs de RLU sont normalisées par
rapport à la DO600 et représentent la moyenne (± l’erreur standard) d’au
moins trois expériences indépendantes. DC-/+ : -/+ déplétion calcique.

Résultats
111
L’effet d’inhibition intervenant au niveau transcriptionnel, nous avons voulu
déterminer si l’activité de fixation sur le promoteur de l’opéron exsCEBA (pC) était
modifiée en présence de surnageant chez les souches CHA et CHA-D1 (ExsA-).
Pour cela, la technique de gel retard (EMSA) a été utilisée avec pC en présence
d’extraits totaux des cultures des différentes souches. Le SSTT des souches CHA et
CHA-D1 a été activé, à partir d’une DO600 de 0,1, en présence ou en absence de
surnageant de la souche CHA à une concentration finale de 2x. Lorsque les cultures
ont atteint une DO600 de 1,5, le cytosol a été extrait et mis en contact avec le
fragment pC. L’interaction a été visualisée par chimiluminescence après migration
sur gel de polyacrylamide (figure 30).
DC
-
DC
+
DC
+
surnCHA
1x
DC
+
surnPAOIg
1x
Activité CDO (%)
0
20
40
60
80
100
DC
-
DC
+
DC
+
surnCHA
1x
DC
+
surnPAO1
1x
Fluorescence (%)
0
20
40
60
80
100
BA
Figure 29 : Activité des promoteurs pS ou pC lors d’une activation du SSTT, in vitro, en
présence de surnageant de différentes cultures de P. aeruginosa à forte densité cellulaire.
(A) Activité CDO dans la souche CHAexoS54xylEDR. (B) Fluorescence de la culture de
CHA(pIApCgfp). Le surnageant des souches CHA, PAO1 et PAOIg a été utilisé concentré 1x/
volume final de culture. DC-/+ : -/+ déplétion calcique.

Résultats
112
L’activation du SSTT par une déplétion en calcium induit un retard de migration de
pC qui ne dépend pas d’ExsA car on retrouve cette activité de fixation dans le mutant
d’invalidation d’exsA, CHA-D1. Il existe donc une autre protéine qui fixe le promoteur
de l’opéron exsCEBA en réponse à une activation in vitro du SSTT et qui aurait un
rôle d’activateur. Le surnageant agit, directement ou indirectement, sur l’activité de
cette protéine puisque la quantité de fragment pC retardé diminue lors de l’essai
avec l’extrait d’une culture de CHA induite en présence de surnageant.
L’inhibition du SSTT par le surnageant d’une culture de P. aeruginosa à forte densité
cellulaire agit donc au niveau transcriptionnel en empêchant la fixation d’une protéine
sur le promoteur pC. De plus, cette régulation en fonction de la densité bactérienne
est de type quorum sensing puisque les souches CHA, PAOIg, PAO1 et
probablement les autres souches de P. aeruginosa, se trouvant à densité
bactérienne élevée, produisent et sécrètent un signal capable de réprimer
l’expression du régulateur ExsA et donc de l’ensemble du SSTT. Nous avons nommé
ce signal PARST, pour « Pseudomonas Auto Repressor of Secreton Three ».
CHA
- +
- -
+
+
-
-
+
-
CHA-D1
DC
Surnageant
Fragment
pC libre
CHA
- +
- -
+
+
-
-
+
-
CHA-D1
DC
Surnageant
Fragment
pC libre
Figure 30 : Effet du surnageant de la souche CHA à forte densité cellulaire sur la fixation à
pC visualisé par EMSA. Les souches CHA et CHA-D1 ont été cultivées avec ou sans déplétion
calcique en présence ou non de surnageant. Les réactions de liaison ADN-protéines ont été
réalisées avec 2 ng du fragment pC marqué à la biotine, 1 µg de polydIdC et 2.4 µg d’extraits
totaux de cytosol de bactéries. Après 30 min. à 37°C la liaison à l’ADN est analysée par PAGE et
révélation ECL. Le surnageant a été utilisé concentré 2x. DC : déplétion calcique.

Résultats
113
II-B. Rôle du quorum sensing dans la régulation négative du SSTT
II B-1. Les mutants du quorum sensing
L’un des composants de la régulation par le quorum sensing (QS), RhlI, et le facteur
sigma RpoS, contrôlé par le QS, ont un rôle d’inhibiteur de l’expression des gènes du
SSTT (Bleves et al., 2005;Hogardt et al., 2004). Afin d’investiguer si le PARST est
l’un des signaux du quorum sensing connu chez P. aeruginosa ou si sa production
dépend du QS connu ou de RpoS, nous avons réalisé différents mutants du QS et le
mutant du gène rpoS dans les souches CHA et CHApClux. Les gènes des enzymes
LasI ou RhlI, responsables respectivement de la synthèse des autoinducteurs, PAI1
(3-oxo-C12-HSL) et PAI2 (C4-HSL), ont été inactivés par échange allélique couplé à
la stratégie cre-lox, à l’aide des plasmides pDF1, pDF2 et pCM157, pour obtenir des
mutants sans gène de résistance. Des souches doubles mutantes ont aussi été
réalisées par délétion des deux gènes lasI et rhlI. Pour le mutant incapable de
produire le signal quinolone (PQS), nous avons inactivé l’opéron phnAB codant
l’anthranilate synthase qui est une enzyme impliquée dans la voie de synthèse du
PQS (Pesci et al., 1999) en utilisant la même méthode avec les plasmides pDF3 et
pCM157. Le génotype de ces souches a été contrôlé par PCR.
Nous avons également vérifié, en collaboration avec le Laboratoire de
Biotechnologie et Chimie Marines (UBS - Lorient), que les mutants ne produisaient
plus PAI1 et/ou PAI2. Le surnageant des cultures, à densité cellulaire élevée, des
souches CHA∆lasI, CHA∆rhlI, et CHA∆lasI∆rhlI a été produit de la même façon que
celui de la souche parentale CHA dans les expériences précédentes, puis analysé
par LC-MS-MS (Morin et al., 2003) (tableau 5).
Le signal 3-oxo-C12-HSL n’est pas présent dans le surnageant de la souche
CHA∆lasI, de même que le signal C4-HSL dans celui de la souche CHA∆rhlI. Aucun
des deux signaux n’est retrouvé dans le surnageant du double mutant CHA∆lasI∆rhlI.

Résultats
114
Tableau 5 : Homosérines lactones détectées dans le surnageant de la souche CHA et des ses
mutants isogéniques par LC-MS-MS. Les valeurs sont exprimées en pmole.
C4-HSL 3-oxo-C12-HSL
CHA 8399 29,8
CHA∆lasI 4149 0
CHA∆rhlI 0 1,6
CHA∆lasI∆rhlI 0 0
II B-2. Profil de sécrétion des mutants du quorum sensing
Après obtention et caractérisation génotypique des mutants, les souches ont été
testées pour leur phénotype de sécrétion de type III. Chaque souche a été cultivée
en milieu LB, en présence de 5 mM d’EGTA et 20 mM de MgCl2, jusqu'à une DO600
comprise entre 1,6 et 1,8. Les protéines des surnageants de culture de chaque
souche, correspondant à un même nombre de bactéries, ont été précipités au TCA,
puis les protéines ont été colorées au bleu de Coomassie après électrophorèse SDS-
PAGE (figure 31).
CHA∆
rpoSCHA∆phnAB
CHA∆lasI∆
rhlI
CHA
CHA∆lasI
CHA∆
rhlI
PM (kDa)
ExoT
ExoS
66
43
CHA∆
rpoSCHA∆phnAB
CHA∆lasI∆
rhlI
CHA
CHA∆lasI
CHA∆
rhlI
PM (kDa)
ExoT
ExoS
66
43
Figure 31 : Profil de sécrétion de la souche CHA et des mutants isogéniques pour les
gènes lasI, rhlI, lasI et rhlI, phnAB et rpoS, cultivés en déplétion calcique. Les protéines
sécrétées ont été séparées par SDS PAGE et colorées au bleu de Coomassie.

Résultats
115
La sécrétion des mutants du QS et du mutant CHA∆rpoS est similaire à celle de la
souche parentale CHA. La mutation des gènes codant le facteur transcriptionnel,
RpoS ou les enzymes impliquées dans la synthèse des signaux du QS n’a donc pas
d’effet sur la sécrétion des toxines du SSTT.
II B-3. Activité transcriptionnelle des mutants du quorum sensing
Après avoir regardé l’effet du QS sur la sécrétion des toxines du SSTT, le rôle de ce
mécanisme de régulation sur l’expression de l’opéron exsCEBA, dans les mêmes
conditions, a été étudié en utilisant la souche CHApClux et les souches isogéniques
mutées pour les gènes lasI, rhlI, lasI et rhlI, phnAB ou rpoS. Les bactéries ont été
cultivées en milieu LB, avec ou sans déplétion calcique, jusqu'à une DO600 comprise
entre 1,6 et 1,8. La luminescence des cultures a ensuite été mesurée et rapportée à
la DO600 (figure 32).
La mutation des gènes rhlI et rpoS entraîne une dérépression importante de l’activité
de pC quelque soit la concentration en calcium. Cette inhibition du SSTT par le
produit de ces gènes a déjà été montrée chez les souches PDO100 (RhlI-
) et SS24
(RpoS-
) de P. aeruginosa (Bleves et al., 2005;Hogardt et al., 2004). Cependant, dans
la souche PDO100, Bleves et al. ont montré que la mutation du gène rhlI n’a pas
d’effet sur l’expression d’exsCEBA et que la dérépression sur les autres gènes du
SSTT testés n’intervient qu’en déplétion calcique. De plus, dans l’étude d’Hogardt et
al., RpoS n’a pas d’effet répresseur sur l’expression d’exoU. Même si dans ce dernier
cas le gène exoU, contrôlé par son propre promoteur, provenait d’une autre souche
de P. aeruginosa que celle utilisée pour l’expérience, il semble que la régulation
négative par RpoS et RhlI agisse différemment sur les gènes du SSTT selon les
souches. Le gène rpoS étant activé par le complexe récepteur RhlR/signal C4-HSL
produit par la synthase RhlI, cette dernière pourrait agir via RpoS pour inhiber le
SSTT. De plus, l’absence de site de fixation spécifique de RpoS ou du couple
RhlR/C4-HSL sur pC laisse supposer que ces protéines agissent par l’intermédiaire
d’une ou d’autres protéines.

Résultats
116
Bien que l’augmentation d’activité dans le mutant CHApClux∆phnAB par rapport à la
souche parentale soit faible, elle est significative. Il semble donc que le PQS ait un
effet inhibiteur sur l’expression de pC. Contrairement au mutant CHApClux∆rhlI, le
mutant CHApClux∆lasI présente une diminution d’expression à partir de pC par
rapport à la souche parentale, positionnant LasI comme un activateur. Le contrôle de
rhlI par lasI laissait pourtant supposer un phénotype similaire. Cependant, comme le
montre les données du tableau 5, rhlI est encore exprimé dans un mutant lasI car il
existe une production du signal C4-HSL bien qu’à un niveau plus faible que dans la
souche parentale. Cette expression semble suffisante pour réprimer le SSTT.
L’action de LasI pourrait intervenir à travers le signal C12-HSL, qui est capable
d’entrer en compétition avec le signal C4-HSL pour sa liaison au récepteur RhlR et
de former un complexe inactif. Le phénotype du double mutant ∆lasI∆rhlI présente
une dérépression de pC, intermédiaire entre celle des deux simples mutants. L’effet
répresseur de rhlI sur pC a donc un poids plus important que l’activation par lasI.
W
T
Delta
lasI
Delta
rhlI
Delta
lasI rhlI
Delta
phnAB
Delta
rpoS
RLU/DO600
0
2000
4000
6000
8000
10000
B
W
T
Delta
lasI
Delta
rhlI
Delta
rpoS
RLU/DO600
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
A
Figure 32 : Activité du promoteur pC dans la souche
CHApClux et ses mutants isogéniques pour les
synthases des signaux du QS et le gène rpoS sans (A)
ou avec (B) activation du SSTT par déplétion calcique.
La luminescence (RLU) de la culture a été mesurée entre
une DO600 comprise entre 1,6 et 1,8. Les valeurs de RLU
sont normalisées par rapport à la DO600 et représentent la
moyenne (± l’erreur standard) d’au moins trois expériences
indépendantes. La valeur de RLU/DO600 est
significativement différente entre chaque groupe, p< 0,05.
WT=CHApClux, Delta lasI=CHApClux∆lasI, Delta
rhlI=CHApClux∆rhlI, Delta lasIrhlI=CHApClux∆lasIrhlI, Delta
phnAB=CHApClux∆phnAB, Delta rpoS=CHApClux∆rpoS.

Résultats
117
II B-4. Effet de la densité cellulaire sur l’expression transcriptionnelle
du SSTT chez les mutants du quorum sensing
Ensuite, nous avons déterminé si chez ces mutants du quorum sensing comme chez
la souche parentale CHA, l’expression du SSTT est dépendante de la densité
cellulaire. Pour cela, l’activité du promoteur pC a été suivie au cours de la croissance
au moyen de la construction rapportrice pClux. Les différents mutants ont été cultivés
en déplétion calcique (figure 33).
Comme pour la souche parentale, l’activité du promoteur pC chez toutes les souches
mutées augmente au cours de la croissance jusqu'à une DO600 comprise entre 1,6 et
1,8, puis diminue progressivement. Chez les mutants CHApClux∆rhlI et
CHApClux∆lasI∆rhlI, on retrouve la dérépression du SSTT par rapport à la souche
parentale, quel que soit le stade de croissance. On constate également que
l’inhibition de l’activité de pC n’est pas aussi importante que celle observée chez la
souche CHApClux, en particulier pour la souche CHApClux∆lasI. Ceci peut être dû à
la surexpression de l’opéron exsCEBA dans ces mutants qui diminue l’effet
d’inhibition à densité cellulaire élevée. La synthèse de l’inhibiteur ou de son
récepteur (s’il y en a un) peut également être dépendante d’une protéine dont
l’expression est diminuée dans ces mutants. Cette seconde hypothèse est plus
vraisemblable pour expliquer les résultats obtenus avec la souche délétée pour le
gène lasI car le produit de ce gène a plutôt un effet d’activation sur l’activité de pC.
En effet, quel que soit le stade de croissance, le niveau de luminescence de la
souche CHApClux∆lasI est inférieur à celui de la souche parentale.

Résultats
118
Ces expériences mettent en évidence que l’expression de l’opéron exsCEBA à partir
de pC et probablement celle de tous les gènes du SSTT, est dépendante de la
densité cellulaire chez la souche CHA et que ce mécanisme est conservé chez les
mutants incapables de synthétiser un ou des signaux du quorum sensing. Elles
confirment également le rôle répresseur de RhlI dans l’expression transcriptionnelle
du SSTT, démontré auparavant dans d’autres souches de P. aeruginosa. Elles
DO600
0 1 2 3 4 5
RLU/DO600
0
2000
4000
6000
8000
∆rhlI
DO600
0 1 2 3 4 5
RLU/DO600
0
2000
4000
6000
8000
∆lasI
DO600
0 1 2 3 4 5
RLU/DO600
0
2000
4000
6000
8000
∆lasI∆rhlI
DO600
0 1 2 3 4 5
RLU/DO600
0
2000
4000
6000
8000
∆phnAB
DO600
0 1 2 3 4 5
RLU/DO600
0
2000
4000
6000
8000
WT
DO600
0 1 2 3 4 5
RLU/DO600
0
2000
4000
6000
8000
∆rhlI
DO600
0 1 2 3 4 5
RLU/DO600
0
2000
4000
6000
8000
∆lasI
DO600
0 1 2 3 4 5
RLU/DO600
0
2000
4000
6000
8000
∆lasI∆rhlI
DO600
0 1 2 3 4 5
RLU/DO600
0
2000
4000
6000
8000
∆phnAB
DO600
0 1 2 3 4 5
RLU/DO600
0
2000
4000
6000
8000
WT
Figure 33 : Effet de la densité bactérienne sur
l’activité du promoteur pC chez CHA et les
souches mutantes du QS lors d’une déplétion
calcique.
WT : CHApClux, ∆lasI : CHApClux∆lasI, ∆rhlI :
CHApClux∆rhlI, ∆lasI∆rhlI : CHApClux∆lasI∆rhlI,
∆phnAB : CHApClux∆phnAB. La luminescence
(RLU) des cultures, utilisée pour mesurer
l’activité de pC, a été mesurée à différentes
densités bactériennes, représentées par la
DO600. Les valeurs sont rapportées à la DO600 et
représentent la moyenne (± l’erreur standard)
d’au moins trois expériences indépendantes.

Résultats
119
montrent aussi que LasI semble avoir un effet activateur sur le SSTT. De plus, cette
protéine semble prendre part à la réponse à l’inhibition du SSTT à forte densité
cellulaire. Cependant, LasI et RhlI ne semblent pas directement impliquées dans la
voie de régulation, densité dépendante, du SSTT puisqu’elle est toujours active chez
ces mutants.
II B-5. Effet de la densité cellulaire et du PARST sur le mutant
CHA∆∆∆∆rpoS
L’effet de la densité cellulaire sur la souche CHA∆rpoS a également été étudié en
utilisant le plasmide pIApCgfp. Tout d’abord, nous avons déterminé la capacité
d’induction de pC au cours de la croissance (induction = niveau d’activité de pC avec
déplétion calcique/ niveau d’activité sans déplétion calcique). Pour cela, des aliquots
ont été régulièrement prélevés au cours de la culture puis soumis ou non à une
déplétion calcique et la fluorescence a été mesurée (figure 34A).
Lorsque la densité cellulaire augmente l’induction de pC diminue jusqu'à devenir
égale à 1. La fluorescence dans les bactéries non activées étant faible et stable au
cours de la croissance cela signifie que le niveau d’activité de pC dans les cellules
activées a diminué avec l’augmentation de la densité cellulaire.
Nous avons également déterminé l’effet du PARST sur le mutant CHApClux∆rpoS.
Pour cela, cette souche a été cultivée avec ou sans surnageant de la souche CHA à
densité cellulaire élevée. L’activité du promoteur pC dans une culture en déplétion
calcique a été mesurée par luminescence (figure 34B).
Bien que l’activité de pC soit déréprimée dans la souche mutée pour le gène rpoS, le
surnageant a toujours un effet inhibiteur sur l’activité de pC qui est du même ordre de
grandeur que celui observé dans la souche CHApClux.
Une souche mutée pour le gène rpoS est donc toujours sensible à l’augmentation de
la densité cellulaire et répond toujours au surnageant de la souche CHA par
l’inhibition de pC. Bien que RpoS soit un inhibiteur du SSTT, il semble donc qu’il
n’intervienne pas directement dans la répression du SSTT par le PARST.

Résultats
120
II B-6. Production du PARST par les mutants du quorum sensing.
Si l’expression du SSTT est toujours dépendante de la densité cellulaire chez les
mutants du QS et le mutant CHA∆rpoS, alors ces souches doivent être capables de
synthétiser et de sécréter le signal inhibiteur (PARST) mis en évidence
précédemment dans le surnageant de culture de la souche CHA à densité cellulaire
élevée. Un tel surnageant a donc été produit à partir des différentes cultures des
mutants CHA∆rpoS, CHA∆lasI, CHA∆rhlI, CHA∆lasI∆rhlI, CHA∆phnAB. Le SSTT de
la souche CHApClux a ensuite été induit en présence de ce surnageant et la
luminescence de la culture, témoin de l’activité du promoteur pC, a été mesurée
(figure 35).
Tous les surnageants induisent une inhibition de l’activité de pC. La répression
exercée par le surnageant des mutants des signaux 3-oxo-C12-HSL et/ou C4-HSL
est cependant moins importante que celle induite par le surnageant de la souche
DO600 au moment de la déplétion calcique
0 2 4 6 8
InductiondepC
0
1
2
3
4
A
WT Delta rpoS
RLU/DO600
0
2000
4000
6000
8000
DC+
DC+ Surnageant
B
Figure 34 : Rôle de RpoS dans la régulation du SSTT par le PARST. (A) Induction du
promoteur pC dans la souche CHA∆rpoS(pIApCgfp). L’induction correspond au rapport de
fluorescence de la culture activée/culture non activée. (B) Activité du promoteur pC dans les
souches CHApClux (WT) et CHApClux∆rpoS (Delta rpoS) en déplétion calcique, avec ou
sans surnageant de la souche CHA. Le surnageant a été utilisé concentré 1x/volume final de
culture. La luminescence (RLU) de la culture a été mesurée entre une DO600 comprise entre
1,6 et 1,8. Les valeurs de RLU sont normalisées par rapport à la DO600 et valeurs
représentent la moyenne (± l’erreur standard) d’au moins trois expériences indépendantes.
DC+ : déplétion calcique.

Résultats
121
CHA, ce qui pourrait expliquer pourquoi la répression du SSTT dans ces mutants, à
densité cellulaire élevée, est moins rapide que dans la souche parentale.
Il n’en reste pas moins que tous les mutants sont capables de produire et de sécréter
le signal inhibiteur, appelé PARST. L’absence des signaux du quorum sensing dans
le surnageant de ces souches (tableau 5), en particulier celui du double mutant
CHA∆lasI∆rhlI, et la conservation de l’activité d’inhibition du SSTT montrent que le
PARST n’est pas l’un des autoinducteurs connus du QS chez P. aeruginosa (3-oxo-
C12-HSL, C4-HSL et PQS). De plus, ni les enzymes responsables de la synthèse de
ces autoinducteurs ni le facteur sigma RpoS n’interviennent dans la production du
PARST.
_
W
T
Delta
lasI
Delta
rhlI
Delta
lasIrhlI
Delta
phnAB
Delta
rpoS
RLU/DO600
0
1000
2000
3000
4000
5000
Figure 35 : Activité du promoteur pC lors d’une déplétion calcique dans la souche CHApClux,
en présence de surnageant de culture de CHA et des mutants du QS à densité cellulaire élevée.
La luminescence (RLU) de la culture a été mesurée entre une DO600 comprise entre 1,5 et 1,8. Les
valeurs de RLU sont normalisées par rapport à la DO600 et représentent la moyenne (± l’erreur
standard) d’au moins trois expériences indépendantes. Le surnageant a été utilisé concentré
1x/volume final de culture. La souche dont est issu le surnageant est indiquée en abscisse : « _ »=
aucun surnageant, WT=CHA, Delta lasI=CHA∆lasI, Delta rhlI=CHA∆rhlI, Delta lasIrhlI=CHA∆lasIrhlI,
Delta phnAB=CHA∆phnAB, Delta rpoS=CHA∆rpoS.

Résultats
122
II-C. Caractérisation du PARST
Dans le but de caractériser le PARST, un surnageant de CHA contenant l’inhibiteur a
subi différents traitements physiques : UV durant 30 minutes ou une exposition à la
chaleur et à la pression avec 20 min à 120°C sous 2 bars. Nous avons également
essayé un traitement biochimique en utilisant de la trypsine (100 µg/ml de
surnageant) pendant 15 min. L’inhibiteur de cette protéase a ensuite été ajouté au
surnageant. L’activité de la trypsine a été testée positive dans le surnageant.
L’effet inhibiteur de ces différents surnageants a ensuite été évalué sur la souche
CHAexoS54xylEDR en déplétion calcique par mesure de l’activité CDO (figure 36).
Quel que soit le traitement effectué, le surnageant induit une inhibition de
l’expression de la fusion traductionnelle ExoS-XylE similaire à celle provoquée par le
surnageant non traité. Deux surnageants avec des activités inhibitrices différentes
ont été utilisés pour réaliser les traitements physiques et biochimiques. D’après ces
résultats préliminaires, le PARST semble être composé d’une ou de plusieurs
molécules résistantes aux UV, et à des températures et pressions auxquelles les
bactéries sont détruites. Le PARST est également résistant à l’action de la trypsine. Il
_ NT T / P UV
CDO(%)
0
20
40
60
80
100
120
_ NT Trypsine
CDO(%)
0
20
40
60
80
100
120
Figure 36 : Effet de traitements physiques et biochimiques sur l’inhibition du SSTT par le
surnageant chez la souche CHAexoS54xylEDR en déplétion calcique. L’activité CDO a été
mesurée sur 5.10
7
bactéries. La valeur dans la souche sans surnageant représente le 100%
d’activité. (-) : pas de surnageant, NT : surnageant non traité, T/P : surnageant traité par la
température (120°C)et la pression (2 bar) durant 20 min, UV : surnageant traité par les UV durant
30 min, Trypsine : surnageant traité avec 100 µg de trypsine/ml de surnageant durant 15 min.

Résultats
123
ne s’agit donc pas d’un peptide contenant des lysines ou des arginines en liaison
carboxy-terminale avec d’autres acides aminés.
De premiers essais de purification ont également été réalisés selon le protocole
décrit dans la partie "matériels et méthodes". Les fractions de surnageant issues de
l'extraction à l'acétate d'éthyle acidifié ont été testées sur la souche CHA(pIApCgfp)
pour déterminer leur activité d’inhibition de pC (figure 37). L'extraction à l'acétate
d'éthyle acidifié est basée sur celle réalisée pour l'extraction des acyl-HSLs et du
PQS. L'inhibition de l’activité du promoteur pC dans une culture en déplétion calcique
est induite par la phase aqueuse de cette extraction. Aucun effet inhibiteur de la
phase organique n’est constaté. Ces résultats apportent un élément de plus en
défaveur de l'action des acyl-HSLs et du PQS dans le phénomène observé, puisque
ces signaux du QS sont classiquement récupérés dans la phase organique lors d'une
extraction à l'acétate d'éthyle acidifié d'un surnageant.
_surn
C
H
A
(5x)
phase
aqueuse
(5x)
phase
organique
(10x)
Fluorescence(%)
0
20
40
60
80
100
120 Figure 37 : Activité du promoteur pC
dans la souche CHA(pIApCgfp) en
présence d’extrait de surnageant de
la souche CHA. L’activité de pC
mesurée par fluorescence est rapporté
par rapport à l’activité dans la souche
cultivée sans surnageant. (-) : pas de
surnageant, surn CHA : surnageant
non extrait de la souche CHA, phase
aqueuse ou organique : phase
aqueuse ou organique de l’extraction à
l’acétate d’éthyle acidifié du
surnageant de la souche CHA. (5x) et
(10x) sont les concentrations relatives
des extraits par rapport au volume de
la culture. Les valeurs représentent la
moyenne (± l’erreur standard).

Résultats
124
II-D. Autres partenaires de la régulation du SSTT
II D-1. La protéine CysB
Lors d’une recherche des partenaires de la toxine ExoS ou de sa possible
chaperonne Orf1, une interaction spécifique entre ces protéines et la protéine CysB a
été mise en évidence (Thèse L. Quénée, 2004, UJF). CysB est une enzyme du
métabolisme soufré qui chez la souche CHA est également impliquée dans
l’acquisition du phénotype mucoïde en agissant comme facteur de transcription
positif sur le promoteur du gène algD (Delic-Attree et al., 1997). Ce gène code
l’enzyme clé de la synthèse de l’alginate et il est impliqué dans l’acquisition du
phénotype mucoïde et de la croissance en biofilm. Les précédentes expériences de
sécrétion par le SSTT, avec un mutant CHA∆cysB, ont montré un effet inhibiteur de
la protéine CysB sur la production et/ou la sécrétion des toxines de type III. Les deux
fonctions de cette protéine font du gène cysB un candidat intéressant qui pourrait
intervenir dans la régulation transcriptionnelle du SSTT par le PARST.
Afin de préciser le rôle du gène cysB au niveau de la transcription du SSTT et son
implication possible dans la signalisation via le PARST, le plasmide rapporteur
pIApCgfp a été introduit dans la souche CHA∆cysB. L’activité de pC a ensuite été
mesurée dans les cultures avec ou sans surnageant de la souche CHA (figure 38).
La souche parentale CHA, cultivée en condition de déplétion calcique sert de
référence et l’activité de pC dans cette souche est associée avec 100% de
fluorescence, c’est à dire 100% d’expression du régulateur exsA. Dans la souche
mutée pour le gène cysB, en l’absence de surnageant, on observe une fluorescence
deux fois plus importante quelle que soit la concentration en calcium du milieu. De
plus, le surnageant a un effet inhibiteur sur l’expression de pC dans le mutant
CHA∆cysB mais dans une moindre mesure par rapport à la souche parentale. Cette
différence dans la répression de l’expression du SSTT peut être due à la
surexpression du régulateur ExsA à partir de pC qui contre le mécanisme inhibiteur.

Résultats
125
Ces résultats suggèrent que CysB est un régulateur transcriptionnel négatif de
l’expression du SSTT dans la souche CHA, indépendamment de la déplétion
calcique et qu’il n’intervient pas dans la réponse au PARST pour la répression du
SSTT.
II D-2. La région pA
Dans cette étude visant à mieux comprendre la régulation du SSTT et en particulier
le contrôle de l’expression de l’activateur ExsA à partir de l’opéron exsCEBA, nous
nous sommes intéressés à la région comprise entre les gènes exsB et exsA, que
nous avons nommé pA. Ce fragment compte 297 bases et pourrait être un site de
fixation potentiel pour des régulateurs influençant soit la transcription soit la
traduction d’exsA. Pour étudier le rôle de cette région pA dans l’expression d’exsA,
deux types de mutants ont été réalisés dans la souche CHA par échange allélique
combiné au système cre-lox. Un mutant délété de pA dans lequel la séquence de
liaison au ribosome (RBS) devant exsA a été conservée et un autre où cette
CHA Delta cysB
Fluorescencerelative(%)
0
50
100
150
200
250
DC-
DC+
DC+ Surnageant
Figure 38 : Activité du promoteur pC chez les souches CHA et CHA∆∆∆∆cysB (Delta cysB). La
souche CHA en condition de déplétion calcique sert de référence pour établir le niveau 100% de
fluorescence. La fluorescence des autres souches est exprimée en fluorescence relative par
rapport à la souche CHA. DC -/+ : culture sans ou avec déplétion calcique, DC+ surnageant :
culture avec déplétion calcique en présence de surnageant d’une culture de la souche CHA à
forte densité cellulaire (concentré 1x).

Résultats
126
séquence est manquante. Ces mutants ont été respectivement nommés
CHA∆pAsdel et CHA∆pA. Le plasmide pIApCgfp a ensuite été introduit dans ces
souches pour mesurer par fluorescence l’expression d’exsA (figure 39). Le mutant
sans la séquence RBS est incapable de synthétiser le régulateur ExsA et nous a
permis de définir la fluorescence de base exprimée à partir du plasmide pIApCgfp.
La mutation de la zone pA dans le mutant CHA∆pAsdel entraîne une diminution de
plus de dix fois de l’expression d’exsA quelque soit la concentration en calcium. Mais
contrairement à la souche CHA∆pA, cette souche conserve la capacité d’activation
de l’expression d’exsA puisque le niveau de fluorescence est augmenté d’un facteur
similaire à celui de la souche parentale (~4) lors d’une déplétion calcique. Ce résultat
suggère que la zone pA joue un rôle important quant au niveau d’expression d’ExsA
mais pas dans l’activation du gène codant ce régulateur. Cette région pourrait avoir
un rôle post-transcriptionnel dans la conformation de l’ARN en assurant une
meilleure stabilité ou être une zone où interagissent des régulateurs de la traduction.
CHA Delta pAsdel Delta pA
Fluorescencerelative(%)
0
20
40
60
80
100 DC-
DC+
Figure 39 : Activité du promoteur pC chez les souches CHA, et CHA∆∆∆∆pAsdel
(Delta pAsdel) et CHA∆∆∆∆pA (Delta pA). La souche CHA en condition de déplétion
calcique sert de référence pour établir le niveau 100% de fluorescence. La
fluorescence des autres souches est exprimée en fluorescence relative par rapport à
la souche CHA. DC -/+ : culture sans ou avec déplétion calcique.

Conclusions et Perspectives
127
CONCLUSIONS ET
PERSPECTIVES

128

129
Le Système de Sécrétion de Type III de P.aeruginosa est un système de virulence
extrêmement performant notamment grâce à la finesse de sa régulation. Il permet à
la bactérie d’échapper aux cellules immunitaires et en particulier à l’action bactéricide
des PNNs et des macrophages, en injectant des effecteurs toxiques directement
dans le cytoplasme des ces cellules. Cette capacité fait de ce facteur de virulence
l’un des éléments clés, avec la formation du biofilm, du processus de colonisation
d’un organisme par P. aeruginosa puis de sa propagation au sein de cet hôte. C’est
notamment le cas lors du développement d’infections pulmonaires chroniques, en
particulier chez les personnes atteintes de mucoviscidose. Déterminer le
fonctionnement du SSTT au sein des poumons est un des enjeux majeurs dans la
recherche de nouvelles thérapies ciblant ce facteur de virulence.
Les différents phénotypes du SSTT au sein des poumons : mutation
ou épigénèse ?
La compréhension du fonctionnement du SSTT dans les poumons nous a d’abord
conduit à étudier le mécanisme sous-jacent à la diversité de phénotype du SSTT
rencontrée dans des isolats cliniques issus de patients atteints de mucoviscidose.
Comme, l’ont montré différentes études, les bactéries isolées en début d’infection
présente majoritairement un SSTT inductible (par un contact cellulaire ou une
déplétion du milieu en calcium) et au fur et à mesure que l’infection persiste la
proportion de souches non inductibles augmente.
Ce changement de phénotype peut être dû à une mutation dans le réseau de
régulation contrôlant l’expression du gène exsA ou dans exsA lui-même. Le SSTT,
coûteux en énergie, n’est vraisemblablement pas utile aux bactéries lorsqu’elles se
développent sous forme de biofilm. Une ou des mutations, inactivant l’expression du
SSTT, faciliteraient donc la sélection de ces mutants lors de la persistance de
l’infection.
Au regard de ces deux états possibles du SSTT et à la présence d’une boucle de
rétroaction positive au niveau du régulateur ExsA, nous avons émis l’hypothèse

130
qu’un phénomène d’épigénèse pouvait également être la raison de cette dualité de
phénotype pour l’inductibilité du SSTT.
Après avoir défini le modèle minimal de régulation nécessaire pour étudier cette
hypothèse, les dynamiques possibles de ce modèle ont été analysées par
bioinformatique en utilisant le logiciel SmbioNet. Cette méthode a permis de montrer
que deux des dynamiques du modèle présentaient deux états stables pouvant
correspondre aux deux états observés pour le SSTT. Elle nous a également permis
de définir l’expérience pour valider l’hypothèse d’une acquisition d’un phénotype
inductible par modification épigénétique : partir d’un état non inductible, élever
transitoirement le niveau du régulateur responsable de la boucle de rétroaction
positive et observer si le système acquière de façon stable le second phénotype.
Ainsi, à l’aide d’une construction plasmidique, nous avons montré qu’une
augmentation transitoire du régulateur ExsA dans la souche PAO1 non inductible
permet de rétablir de façon stable un SSTT inductible, c'est-à-dire, une sécrétion de
toxines ExoS et ExoT lors d’une déplétion calcique et une augmentation de
cytotoxicité dépendante du SSTT en modèle animal.
Ces expériences, suggérées par la modélisation et l’analyse de la régulation du
SSTT assistées par ordinateur, apportent pour la première fois la preuve qu’une
modification épigénétique peut commander la capacité du SSTT à répondre à des
signaux de l’environnement et qu’elle peut être responsable de la cytotoxicité in vivo.
De plus l’hypothèse d’une acquisition d’un SSTT inductible par modification
épigénétique étant vérifiée, la bascule inverse (de l’état inductible vers l’état non
inductible), doit également être possible. On peut donc supposer qu’au sein des
poumons, une ou des conditions environnementales induisent, chez certaines
bactéries, une bascule du SSTT vers un état non inductible lors du développement
des bactéries en biofilm. Cet état étant transmis sur plusieurs générations sans
modification du génotype, ceci expliquerait l’accumulation de bactéries non
inductibles au cours de l’infection des poumons et une possible rebascule du
phénotype lors de la sortie du biofilm.
Bien que l’hypothèse épigénétique pour l’inductibilité du SSTT soit vraie, ce n’est pas
nécessairement le cas pour les autres systèmes de virulence de P. aeruginosa ou
d’autres bactéries pour lesquels on a observé de multiples états et mis en évidence
la présence d’une boucle de rétroaction positive, pré requis pour un phénomène

131
d’épigénèse. Dans chaque cas, il est nécessaire de modéliser le système, d’en
étudier les dynamiques possibles et de vérifier si certaines correspondent à
l’hypothèse d’épigénèse.
Le PARST : un nouveau signal de type quorum sensing
Dans la seconde partie de cette étude, nous avons cherché à comprendre les
évènements menant à la répression du SSTT lorsque les bactéries se développent
en biofilm. Pour ce faire, nous avons étudié l’expression des gènes du SSTT lors de
l’accroissement de la densité cellulaire qui est une étape dans la formation du biofilm
(figure 1).
Nous avons pu mettre en évidence que le SSTT est régulé en fonction de la densité
cellulaire chez la souche CHA et chez deux souches de PAO. Ainsi, l’expression du
régulateur ExsA augmente dans une culture à faible densité cellulaire jusqu'à
atteindre un pic puis son expression diminue progressivement avec l’augmentation
de la densité cellulaire. Cette diminution est due à une répression de l’opéron
exsCEBA à forte densité cellulaire par un mécanisme de type quorum sensing. En
effet, nous avons montré que la souche CHA, à densité cellulaire élevée, est capable
de produire et de sécréter un signal, que nous avons nommé PARST (Pseudomonas
auto-repressor of secreton III). Le PARST est capable d’inhiber l’activation du gène
exsA chez la souche CHA en phase exponentielle de croissance. Cette répression
passe par l’inhibition de la fixation d’une protéine sur le promoteur de l’opéron
exsCEBA, pC. Cette protéine, qui n’est pas ExsA, a été nommée BPC2. (Binding pC
2). La réalisation de gel retard avec du lysat de bactéries, suivie d’une analyse par
MALDI-TOF des fractions capables de lier pC pourrait permettre l’identification de
BPC2.
L’action du PARST sur ce nouvel activateur du SSTT, peut être directe, par une
interaction de BPC2 avec le PARST qui induirait une conformation impropre à la
fixation sur le promoteur pC. Elle peut aussi être indirecte, en impliquant une autre
protéine, activée par le PARST ou la cascade de transduction induite par le PARST,
qui piègerait ou dégraderait BPC2. Il a déjà été montré que des inhibiteurs du SSTT,
chez E. coli (RpoS) et chez Yersinia (YmoA) sont dégradés par les protéases ClpXP

132
(E. coli et Yersinia) et Lon (Yersinia). La modification de leur expression ou de leur
activité par la température ou au cours de la croissance module l’activité du gène du
régulateur principal du SSTT chez ces bactéries (Iyoda et Watanabe, 2005;Jackson,
Silva-Herzog, et Plano, 2004). Ce type de dégradation régulant l’expression du SSTT
n’a pas été mis en évidence chez P. aeruginosa. Cependant, Venturi et al. ont
montré dans une souche de P. putida que ClpXP dégradait plus rapidement RpoS
(Bertani et al., 2003) à faible densité cellulaire. A l’inverse, chez P. aeruginosa le
substrat des ces enzymes pourrait être un activateur (BPC2 ?). Déterminer
l’activation d’exsA et la quantité de RpoS dans mutant ClpXP chez P. aeruginosa,
avec ou sans PARST, permettrait d’apporter une réponse à cette question. Ce ne
serait pas le premier mécanisme de régulation qui soit inversé chez P. aeruginosa
par rapport aux autres bactéries à Gram négatif. En effet, l’effet du quorum sensing
sur l’expression du SSTT a déjà été mis en évidence chez une souche d’E. coli
entéropathogène (Sperandio et al., 1999). Mais chez cette bactérie, ce système de
régulation active le SSTT alors que chez P. aeruginosa, le PARST et le quorum
sensing, via le signal C4-HSL produit par RhlI, répriment l’expression du SSTT.
Afin de rechercher la nature du signal PARST, nous avons muté les voies de
synthèse des signaux connus du quorum sensing en éliminant les gènes des
protéines LasI, RhlI et PhnAB. Le facteur sigma RpoS, sous le contrôle du quorum
sensing, ayant également un rôle inhibiteur sur le SSTT dans d’autres souches de P.
aeruginosa que celle que nous utilisons, nous avons également inactivé le gène
rpoS. Grâce à ces différents mutants nous avons montré que LasI est un activateur
du SSTT et confirmé que RhlI et RpoS ont un rôle inhibiteur sur le SSTT dans la
souche CHA. Cette répression intervient sur l’expression du gène exsA et par
conséquence sur les autres gènes du SSTT tout au long de la croissance
bactérienne et quelque soient les conditions (avec ou sans induction du SSTT). Une
partie de ces conclusions vont à l’encontre de celles de l’équipe de Filloux(Bleves et
al., 2005). Ils ont montré d’une part que RhlI n’influe pas sur l’expression du gène
exsA et d’autre part que cette protéine modifie l’expression des autres gènes du
SSTT testés uniquement lors de l’activation du SSTT par déplétion calcique. Hogardt
et al. ont déjà mis en évidence des différences dans la régulation du SSTT par RpoS
entre les gènes des toxines qui ne proviennent pas de la même souche (Hogardt et
al., 2004). L’expression du gène exoS est réprimée alors que celle d’exoU ne l’est

133
pas. L’étude des différences au niveau des promoteurs de ces gènes et la
comparaison des expériences de retard sur gel avec ces promoteurs en condition de
répression du SSTT pourraient permettre de comprendre ces différences entre les
souches et donner des informations quant aux protéines impliquées dans le
mécanisme de répression par RhlI et RpoS.
La mesure d’activité de l’opéron exsCEBA nous a également permis de montrer que
l’expression du SSTT dans les mutants du quorum sensing et le mutant ∆rpoS est
toujours dépendante de la densité cellulaire, avec une inhibition à densité cellulaire
élevée. Le système de quorum sensing connu chez P. aeruginosa et RpoS ne sont
donc pas directement impliqués dans la réponse au PARST. De plus, ces mutants
qui sont incapables de synthétiser un ou des signaux du quorum synthétisent
toujours le PARST. Ainsi, les enzymes RhlI, LasI et PhnAB ne sont pas responsables
de la synthèse du PARST et ni PAI1, ni PAI2, ni le PQS ne peuvent être le signal
PARST. P. aeruginosa ne synthétisant pas le signal AI2, régulant le SSTT chez les
E. coli entéropathogènes, il ne peut pas non plus s’agir de ce signal. Les expériences
préliminaires de purification du PARST tendent à confirmer cela puisque l’inhibition
est retrouvée dans la phase d’extraction où les homosérines et le PQS ne sont
normalement pas présentes.
Ce mécanisme de répression du SSTT de type quorum sensing, mis en évidence
pour la première fois chez une bactérie possédant ce facteur de virulence, est donc
différent et indépendant du quorum sensing connu chez P. aeruginosa et fait
intervenir un signal, le PARST, autre que PAI1, PAI2 et PQS.
Diverses expériences seront entreprises afin de déterminer les acteurs de la
production et de la réponse au PARST ainsi que la nature de ce signal. Pour ce faire,
une banque de mutants par transposition réalisée au laboratoire est actuellement
criblée. Le surnageant des clones issus de ce crible et incapables de produire le
PARST sera analysé par LC-MS et comparé à celui de la souche parentale pour
essayer de caractériser ce signal. La recherche de récepteurs au PARST sera
réalisée en analysant la réponse des mutants au surnageant de la souche parentale.
Un tel récepteur pourrait être le senseur d’un des systèmes de régulation à deux
composants récemment mis en évidence dans la régulation du SSTT. L’un deux,
SadARS, est un candidat intéressant. Il est nécessaire à la formation d’un biofilm
mature et réprime l’expression du SSTT, pour cela il a été proposé comme charnière

134
entre un état planctonique avec un SSTT actif et une croissance sous forme de
biofilm avec un SSTT réprimé (Kuchma, Connolly, et O'Toole, 2005). Nous pourrions
également observer si le PARST affecte la formation du biofilm. Enfin, l’utilisation de
puces à ADN est également envisagée afin de déterminer si le PARST est un
régulateur global ou spécifique.
La région pA et CysB : d’autres voies de régulation du SSTT
L’étude de la régulation du SSTT nous a également permis de mettre en évidence
que la zone intergénique entre exsB et exsA, nommée pA, joue un rôle dans le
niveau de production d’ExsA, son expression étant fortement diminuée lorsque cette
partie du génome est délétée. Cependant, l’absence de pA ne modifie pas la
capacité d’activation de l’opéron exsCEBA en déplétion calcique suggérant un rôle
post-transcriptionnel de cette région. Nous envisageons d’analyser la stabilité de
l’ARN des différents gènes de l’opéron exsCEBA par northern blot ou PCR
quantitative en présence ou en absence de pA, ainsi que la production des
différentes protéines pour déterminer s’il s’agit réellement d’une régulation post-
transcriptionnelle se déroulant au niveau de la stabilité de l’ARN et de sa
reconnaissance par le ribosome et d’autres protéines.
Nous avons aussi montré le rôle inhibiteur de la protéine CysB sur l’activité
transcriptionnelle de l’opéron exsCEBA. CysB a été mise en évidence dans un
complexe protéique ExoS/SpcS/CysB dans le cytosol de P.aeruginosa (thèse L.
Quénée 2004,UJF grenoble) et elle est déjà connue pour son rôle positif dans
l’expression du phénotype mucoïde (Delic-Attree et al., 1997). Le SSTT étant réprimé
sous ce phénotype, l’implication de cette protéine comme inhibiteur dans la
régulation du SSTT est donc intéressante. Il est possible que CysB ait un rôle dans la
répression du SSTT lors du passage au phénotype mucoïde. Cependant, ce rôle
n’est pas directement en relation avec la voie du PARST puisque le mutant est
toujours sensible à ce signal inhibiteur. Le niveau exact d’intervention de la protéine
CysB reste donc à déterminer. Puisqu’il a été montré que cysB est capable de lier
l’ADN, des expériences de retard sur gel peuvent être envisagées pour préciser la
manière dont CysB réprime le SSTT.

135
Un modèle d’infection pulmonaire par P. aeruginosa
En s’appuyant sur l’ensemble des résultats obtenus et sur les données de la
littérature nous avons proposé un modèle d’infection pulmonaire chronique à P.
aeruginosa en se focalisant sur les deux facteurs de virulence fortement impliqués
dans l’invasion et la persistance des bactéries : Système de sécrétion de type III et
formation de biofilm (figure 40).
Lors du processus d’invasion des poumons d’un hôte les bactéries possèdent un
SSTT sous l’état inductible qui est activé pour éliminer les défenses de l’organisme.
Au fur et à mesure que la densité bactérienne augmente les gènes nécessaires à la
formation d’un biofilm sont activés par le quorum sensing impliquant les couples
LasI/LasR et RhlI/RhlR. Parallèlement, l’expression des gènes du SSTT est inhibée
par le mécanisme de type quorum sensing utilisant le signal PARST. La répression
du SSTT par ce mécanisme se poursuit lorsque le biofilm est établi et peut être
suffisante pour abaisser le niveau d’ExsA au dessous du seuil nécessaire à la
modification épigénétique et permuter le SSTT de l’état inductible à non inductible.
Cette modification étant stable et héréditaire le nombre de bactéries non inductibles
s’accumule durant la phase de persistance. Certaines bactéries peuvent cependant
conserver un phénotype inductible, la répression n’étant pas assez importante pour
abaisser suffisamment le niveau d’ExsA pour qu’il se produise la modification
épigénétique.
Lorsqu’une bactérie ressort de ce biofilm pour relancer un cycle d’invasion à
proximité, elle se retrouve de nouveau face aux défenses immunitaires et l’on
suppose que le SSTT est de nouveau nécessaire. Soit ces bactéries subissent de
nouveau une modification épigénétique pour acquérir un SSTT inductible grâce à un
ou des signaux augmentant suffisamment le niveau d’ExsA soit il s’agit de bactéries
qui sont restées inductibles ou qui ont retrouvé un SSTT inductible même dans le
biofilm. Cette dernière possibilité peut être due à des phénomènes stochastiques
faisant fluctuer l’expression d’ExsA. Dans certaines bactéries une de ces fluctuations
pourrait suffisamment augmenter le niveau du régulateur pour permettre la bascule
du phénotype.

136
Pour valider ce modèle, nous devons déterminer si le passage sous forme de biofilm
avec répression du SSTT peut induire la modification épigénétique, état inductible
vers état non inductible. Pour cela on pourra utiliser une souche inductible, réprimer
le SSTT par une croissance en biofilm en utilisant un système de flow-cell. Puis au
cours du temps prélever des bactéries et vérifier si elles ont changé de phénotype. Si
tel est le cas alors on devra vérifier si la modification de phénotype n’est pas due à
une mutation en essayant de basculer de nouveau le phénotype vers un état
inductible avec une expression transitoire d’ExsA.
Figure 40 : Modèle d’infection pulmonaire chronique à P. aeruginosa. Lors de la première infection
le SSTT sous l’état inductible, est activé par le contact avec les cellules de l’immunité innée et
participe à l’élimination des défenses de l’hôte. Puis les bactéries se développent, s’attachent à
l’épithélium et initient le développement d’un biofilm. Le SSTT est alors réprimé par un mécanisme de
type quorum sensing médié par le PARST et bascule dans un état non inductible chez la plupart des
bactéries par modification épigénétique. Lors des phases aiguës de l’infection des bactéries ressortent
du biofilm et investissent une autre partie des poumons. A ce moment, les facteurs de virulence
doivent être réactivés et le SSTT devrait retrouver un état inductible par une nouvelle modification
épigénétique. QS : quorum sensing, PARST : Pseudomonas auto repressor of secreton III.
Répression du SSTT (PARST)
Formation du biofilm activée
(QS Las/Rhl)
SSTT inductible
(chez la majorité des
bactéries)
Effecteurs toxiques
sécrétés
Épithélium pulmonaire
SSTT
inductible
Biofilm
SSTT réprimé
SSTT non inductible
bactéries)
P. aeruginosa
Cellule de l’immunité
innée
Inflammation
Modification épigénétique
pour le SSTT
Répression de la mucoïdie
SSTT actif
Nécrose
Réactivation d’un
cycle de colonisation
Colonisation
primaire
Persistance
Environnement
Modification
épigénétique
pour le SSTT
Répression du SSTT (PARST)
Formation du biofilm activée
(QS Las/Rhl)
SSTT inductible
bactéries)
Effecteurs toxiques
sécrétés
Épithélium pulmonaire
SSTT
inductible
Biofilm
SSTT réprimé
SSTT non inductible
bactéries)
P. aeruginosa
Cellule de l’immunité
innée
Inflammation
Modification épigénétique
pour le SSTT
Répression de la mucoïdie
SSTT actif
Nécrose
Réactivation d’un
cycle de colonisation
Colonisation
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Persistance
Environnement
Modification
épigénétique
pour le SSTT

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Article 1
157
ARTICLE 1
(soumis à BMC Bioinformatics)

Article 1
159
Epigenetic acquisition of inducibility of type III cytotoxicity in P.
aeruginosa.
D. Filopon1
, A. Mérieau2
, G.Bernot3
, J.P. Comet3
, R. LeBerre4
, B. Guery4
, B.
Polack1§
, J. Guespin-Michel2
.
1
GREPI EA 2938 CHU de Grenoble, BP 217, 38043 Grenoble cedex 9, France.
2
Laboratoire de microbiologie du froid, EA 2123, Université de Rouen, F-76 821 Mt
St Aignan, France.
3
LaMI, CNRS UMR 8042, Université d'Évry-Val-d'Essonne, Boulevard François
Mitterrand, 91025 Évry, France.
4
EA 2689, Faculté de Médecine, Pole Recherche, CHRU de Lille, 1 Place de
Verdun, 59045 Lille, France
§
Corresponding author
Email addresses:
DF: dfilopon@chu-grenoble.fr
AM: annabelle.merieau@univ-rouen.fr
GB: gilles.bernot@lami.univ-evry.fr
JPC: comet@lami.univ-evry.fr
RL: rleberre@invivo.edu
BG: bguery@invivo.edu
BP: bpolack@chu-grenoble.fr
JFGM: janine.guespin@univ-rouen.fr

Article 1
161
Abstract
Background
Pseudomonas aeruginosa, an opportunistic pathogen, is often encountered in
chronic lung diseases such as cystic fibrosis or chronic obstructive pneumonia, as
well as acute settings like mechanical ventilation aquired pneumonia or neutropenic
patients . It is a major cause of mortality and morbidity in these diseases. In lungs,
Pseudomonas produces mucus that enhances its antibiotic resistance and
contributes to the respiratory deficiency of the patients. However, the bacteria must
first multiply to a high density to avoid the host's defences. At the beginning of the
infection, most strains isolated from patients’ lungs display a cytotoxic phenotype
mainly through the type III secretion system (TTSS) expression, allowing them to
overcome the host's defences. Once acquired, the type III cytotoxicity is preserved
even outside the lungs. These heritable changes of phenotype are generally due to
mutations. However, epigenetic switches, i.e. bistability, can also cause heritable
phenotypic modifications without mutations. In this study, we designed a new
experimental strategy based on biological observations and previous theoretical
models to establish the possibility of an epigenetic acquisition of a type III cytotoxic
phenotype by P. aeruginosa.
Result
Using the generalised logical method, we designed a minimal model of the TTSS
regulatory network that could support the epigenetic hypothesis, and studied its
dynamics. A mathematical framework based on formal methods from computer
science allowed a rigorous validation and certification of parameters of this model
leading to epigenetic behaviour and helped to define a discriminating experimental
scenario sufficient to validate the epigenetic hypothesis. We first demonstrated the

Article 1
162
epigenetic acquisition by a non inducible strain of the capacity for the type III
secretion system of P. aeruginosa to be activated by calcium depletion. The
increased cytotoxicity of a strain after this epigenetic phenotypic switch was then
demonstrated in vivo in an acute pulmonary infection model.
Conclusion
These results may offer new perspectives for therapeutic strategies to prevent lethal
infections by P. aeruginosa by preventing or reverting the possible epigenetic
acquisition of an inducible type III cytotoxicity.

Article 1
163
Background
Pseudomonas aeruginosa is a Gram-negative opportunistic pathogen associated
with sepsis in burned, neutropenic, and intensive care patients as well as with severe
chronic lung injury in cystic fibrosis and chronic obstrusive pneumonia disease[1].
Cytotoxic P. aeruginosa inject toxins from their cytoplasm into eukaryotic target cells
through a protein secretory apparatus, the type III secretion system (TTSS)[2].
Activation of this virulence factor is dependant on the contact between the bacteria
and the host cells. In vitro, secretion of the type III effectors is induced by calcium
depletion of the growth medium. TTSS is encoded by three classes of genes coding
the secretion apparatus, the toxins and the regulators. These genes are co-ordinately
controlled by a common transcriptional activator, ExsA, which controles its own
synthesis[3], leading to a positive feedback circuit in the TTSS regulatory network.
exsD, the first gene of one of the TTSS operon encodes an ExsA inhibitor [4]
inactivated by ExsC, encoded by the first gene of the exsCEBA operon[5,6]. Finally,
ExsE, encoded in the exsA operon and secreted by the TTSS upon its activation by
calcium depletion, interacts with ExsC and inhibits its activity[6,7]. However,
numerous strains possessing the entire set of genes required for type III cytotoxicity
cannot be induced by host contact or calcium depletion unless submitted to exsA
over expression[8,9]. These strains will be named below as non inducible for type III
cytotoxicity to distinguish them from truly non cytotoxic, such as type III secretory
mutated strains. It has recently been shown that they accumulate in the lungs of
cystic fibrosis patients with long term infection.
Epigenetic switches, corresponding to phenotype modifications, arise and can be
transmitted from a cell to its progeny in the absence of any genetic modifications. As
a consequence, several phenotypes may arise from the same genome in the same

Article 1
164
conditions, which is equivalent to the existence of multiple steady states according to
physicist’s terminology. Such a phenomenon has been under investigations in the
lactose metabolic network of Escherichia coli since 1957 [10-12]. Thomas
conjectured that a positive feedback circuit (comprising interacting elements, each of
which exerts, directly or indirectly, a positive action on itself) in a non linear dynamical
system, such as a regulatory network controlling a biological process, is a necessary
condition for the existence of multiple steady states[13,14]. This hypothesis has now
been formally demonstrated[15,16]. Consequently, the presence of a positive
feedback circuit in a regulatory network controlling a process could lead to epigenetic
switching [17].
Since all the genes necessary for cytotoxic secretion are present and can be
activated in non inducible P. aeruginosa strains, this is consistent with inductibility of
type III cytotoxicity being associated with an epigenetic switch. However, molecular
techniques are unable to prove or refute this hypothesis. Indeed, the absence of a
mutation can be very difficult to demonstrate, since all possible genes in which a
mutation could induce such a phenotypic change may not be known. Furthermore,
the presence of a mutation in a putatively involved gene in inducible strains may not
mean that it is the initial cause of the phenotypic change: an epigenetic switch could
be the first event, followed by a mutation that may further stabilize it.
In addition, at least two feedback circuits control the production of ExsA a positive
feedback circuit at the transcriptional level and a negative feedback circuit involving
ExsA (Fig.1B). ExsA is required for its own synthesis (the positive feedback circuit),
and the synthesis of its inhibitor (the negative feedback circuit), so these circuits are
intertwined. The actual regulatory network is more complicated as shown in figure
1A. However, proteins ExsC and ExsE are modulators of protein ExsD activity, and

Article 1
165
can be omitted from the model as far as the aim of this model is not to describe the
whole regulatory network, but only to address the question of the possibility of an
epigenetic switch between inducibility and non inducibility of the TTSS. Figure 1C
shows this minimal regulatory network: vertices represent the biological entities (x=
ExsA, and y= ExsD) and lines their interactions (“–” for negative action and “+” for
positive action). The output (z), is the production of the secretory devices under
induction by calcium depletion, i.e. inducibility. A similar scheme has been worked
out for the regulation of mucoidy in the same bacteria[18]. Although the positive
feedback circuit is consistent with the epigenetic hypothesis, negative circuits are
necessary for homeostasis[13]. Consequently, it is not apparent whether this
regulatory network can lead to a bi-stable behaviour. Mathematical analysis of the
network’s dynamic is therefore necessary to determine if the epigenetic hypothesis is
coherent: this means if a reasonable model, which exhibits two stable solutions, can
be drawn. As the parameters of the system are not known, we used generalized
logics, a method derived from a Boolean approach[19,20]. A formal computer science
approach, using model checking Computation Tree Logic (CTL) and a dedicated
framework SmbioNet[21], allowed us not only to fully establish the consistency of the
epigenetic hypothesis for the acquisition of a type III cytotoxicity and to to propose
experimental evidences that are sufficient to prove it. We thus could design in vivo
and in vitro experiments to test it.

Article 1
166
Results
Computer modelling
Generalised logical analysis.
Logical analysis relies on a simplification of the sigmoid curve representing the action
of a transcriptional activator as a step function, defining a threshold of concentration
above which the activation takes place[20]. In the case of the network shown in figure
1C, x has two distinct actions and it is very unlikely that the concentration thresholds
above which protein ExsA is active on the promoter of gene exsD and on the
promoter of its own gene are identical. Consequently, we associate two threshold
values with x and treat it as a three-level logical variable (0,1,2). y has one action
only and is treated as a two-level logical variable (0,1). Therefore, two different
graphs must be drawn depending on which promoter is the most sensitive to ExsA
(Fig. 2). For simplicity, we consider only the two master elements, x and y.
Another aspect of the generalised logical method is that it allows analysis of the
dynamic properties of a network in terms of the "functionality" of its constitutive
feedback circuits. The effect of a circuit does not only depend on the mere existence
of the relevant interactions, but also on their relative strengths, which are noted as
discrete parameters (K). For a given regulatory network, the number of dynamics
depends on the number of thresholds and parameters[17]. In the case of the two
graphs depicted in figure 2, there are 324 different combinations of parameters for
each graph.
Each set of parameters defines a specific temporal behaviour. Different set of values
of the parameters can lead either to an epigenetic behaviour or to a non epigenetic
behaviour.

Article 1
167
The use of a Formal computer science methods allows to select parameter set that
lead to a model exhibiting the hypothesised behaviour. Finding suitable valuations for
parameters constitutes a major issue for the modelling. We runned the whole corpus
of formal methods from computer science to include the dynamical knowledge or
hypotheses on the system[21]. Our method starts by expressing the biological
hypothesis (i.e. the epigenetic behaviour) formally, as formal sentences which can be
manipulated automatically by computer. Here we applied a widely used temporal
logic called Computation Tree Logic, because time plays a central role in behavioural
properties. Moreover, formal sentences in CTL can be automatically checked against
the 648 models by using a Model Checking algorithm. Technically, behaviour is
represented by a transition system (state graph), which can be automatically
computed from the regulatory network and the values of parameters. Then, it
becomes possible to extract (via the ‘brut force technique’) the sets of parameters, if
any, which lead to a behaviour that satisfies the CTL sentences. Model Checking
thereby classifies the set of possible dynamic behaviours into two groups: those
which satisfy the property and those which do not. This methodology is instrumented
by the software SMBioNet [21] which, for the given regulatory network, automatically
returns all sets of parameters which make the hypothesis coherent with the model.
In the present case, the dynamical hypothesis (epigenetic hypothesis) can be
translated into two CTL. In the first, the non inducible phenotype is stable in most of
the bacteria. The sets of parameters to be considered for consistency must therefore
induce a behaviour where a non-cytotoxic bacterium (z=0) cannot subsequently
become cytotoxic, in the same conditions. This is formally expressed in temporal
logic as: (z=0) => always (z=0). In the second CTL, the cytotoxic phenotype is stable.
Thus, even in the presence of the inhibitor (y) there is a state in which inducibility of

Article 1
168
the type III cytotoxicity (z=1) is activated recurrently (i.e. z is activated in a recurrent
way even if the y x inhibition is functionally active). This means that if at a given
time the bacterium has acquired the new phenotype, then later on, it will be again in
the same state. This is formally expressed in temporal logic as: (z=1) => Fs (z =1),
where Fs means “in a strict future”.
The epigenetic hypothesis is consistent, if and only if, at least one set of parameters
leads to a behaviour satisfing these two formal properties.
From figure 2, z=1 requires that x=2. Consequently the epigenetic hypothesis means
that it is possible to make recurrent (x=2) and the previous formulae are equivalent to
[((x=2)=>Fs(x=2)) and ((x=0)=>always(not(x=2)))] as well as to [((x=2)=>Fs(z=1)) and
((x=0)=>always(z=0))]. SMBioNet formally proves that the epigenetic hypothesis is
consistent because 8 models satisfy these formulae, 2 of which are in agreement
with the known biological facts. The state graph, for one of these 2 models, is
displayed in figure 3.
Design of a discriminating experimental scenario.
In addition to proving the consistency of the epigenetic hypothesis, formal methods
can establish the discriminating power of the previous experimental scenario. The
goal is to prove both formal sentences in vivo. The two previous formulae reflect the
existence of two steady states.
As indicated above, the first formula states that the basal level of x is a steady state
and is consequently satisfied in vivo which is true for a non inducible strain. Thus,
only the second formula remains to be experimentally validated . The second formal
sentence ((x=2) => Fs (z=1)) is always true when x ≠ 2 because, according to the

Article 1
169
truth table, the implication (false => anything) is always true. Consequently it is
unnecessary to conduct an experiment where x ≠ 2. Therefore any experiment must
start by pushing the concentration of x to 2 which means to pulse x to saturation with
an external signal. Moreover Fs(z=1) signifies “wait a lapse of time time to allow the
system to settle down and check if the bacterium has acquired a cytotoxic
phenotype”. If the bacterium has not changed its phenotype, then the experiment a
priori fails. Consequently the second part of the experimental scenario is rigorously
sufficient to check the second formal sentence. The length of this “lapse of time” must
be determined experimentally; here it stands for “as many generations later as
possible”. If the bacterium has acquired an inducible phenotype, that lasts at least
several generations after the external signal has been removed, then epigenesis is
proven.
This formal approach was useful to suggest in vitro and in vivo experiments to test
our hypothesis. It showed that the two stable attractors differ only by the amount of
ExsA protein, and that, if the hypothesis is correct, no differences in the concentration
of the inhibitor ExsD can lead to a change in phenotype (Fig. 3B). Thus, if a transient
increase in the amount of ExsA protein can shift the system from a non cytotoxic to a
stable cytotoxic state, the existence of the epigenetic switch would be demonstrated.
Experimental results
An ExsA pulse allows to recover a stable Type III Secretory phenotype
Experiments suggested by the formal method require pulsing ExsA by application of
an external stimulus and observing the change in phenotype (if any) and its stability
when the stimulus is removed. In order to pulse ExsA, we added an additional exsA

Article 1
170
gene, under the control of an inducible promoter, to a non inducible P. aeruginosa
strain PAO1. Thus, we constructed plasmid pexsAind. In this construction,
transcription of exsA is under the control of the ptac promoter repressed by the LacI
protein produced in large amounts because of the presence of the lacIq
gene[22].
Under inducing conditions (presence of isopropyl-beta-D-thiogalactopyranoside,
IPTG), transcriptional repression by LacI is inhibited, permitting over-expression of
the exsA gene from the ptac promoter. This induction is immediately released when
the medium is depleted of the inducer. The most straightforward test to determine the
resulting phenotype is the electrophoretic detection of the type III toxins secreted in
vitro after bacteria have been submited to calcium depletion.
Strain PAO1 used in this study was described as unable to induce death of human
polymorphonuclear neutrophils through the TTSS [23], and is non inducible (does not
produce type III toxins). This strain was transformed with pexsAind. In the absence of
inducer it produced no, or very little, toxin after 3 hours of culture in calcium-depleted
medium (Fig. 4A, lane 3). Strain CHA, a cytotoxic strain that secretes large amounts
of toxins ExoS and ExoT[23], was used as a positive control (Fig. 4A, lane 1). The
presence of IPTG during the 3 h of growth (not shown) or for a 20 min pulse before
the 3 h culture (Fig. 4A, lane 4) results in substantial toxin production. We observed
this epigenetic switch from a culture grown in Luria Berani medium (LB) without
EGTA after the ExsA pulse up to 6 hours (about 7 generations ), before the leakiness
of the construct became a drawback (Fig. 4B, lane 1 vs 3). The secretory phenotype,
under calcium depletion, acquired by PAO1 (pexsAind) is therefore stable for about
10 generations, including the induction time, after the transient increase of ExsA
production. In contrast, a CHA ExsA–
mutant (CHA-D1) transformed with pexsAind
did not produce toxins absence of IPTG nor after a 20 min pulse (Fig. 4A, lane 6-7).

Article 1
171
Secretion of type III toxines from this strain was only obtained when IPTG was
present in the medium all along the calcium depletion (Fig. 4A, lane 8). This shows
that induction of toxin secretion by a 20 min pulse in strain PAO1 was not an artefact.
Leakiness of the construct or noise, high production of protein ExsA upon a 20 min
IPTG pulse (the exsA gene is on a high-copy-number plasmid and under the control
of a strong promoter), or even persistence of some IPTG in the culture medium after
3 h of growth cannot be responsible for toxin secretion. Whatever the remaining
production or presence of ExsA protein in the bacteria after four generations without
IPTG, it is not high enough to promote toxin secretion by itself.
PAO1 (pexsAind) acquires an in vivo type III cytotoxicity after a transient increase of
ExsA.
A clinical correlation between type III secretory protein phenotype and lung injury
severity has previously been shown[24,25]. Indeed, unlike the wild type strain CHA,
an exsA null mutant induces no increase of protein concentration in the
bronchoalveolar lavage fluid (BALF) during the infection[26]. Therefore, we
examined, through an acute pulmonary infection model, the cytotoxicity of PAO1
carrying or not pexsAind. Strains were pulsed or not with IPTG during 20 min,
washed and then cultivated in tryptic soy broth before infection. The injury of the
alveolar capillary barrier was estimated by the amount of proteins recovered in the
BALF (Fig. 5). A bacterial inoculum of 108
CFU/ ml, strain PAO1 (pexsAind) treated
with an IPTG pulse, led to a higher quantity of proteins (1.6±0.2 g/dL) compared to
the wild type strain (0.4±0.03 g/dL) even if the latter was injected at a ten times lower
inoculum (1.04±0.21 g/dL for PAO1 at 2.109
CFU/ml, data not shown). The non
pulsed PAO1 (pexsAind) strain showed protein level ranging between the pulsed and

Article 1
172
the wild type strain which was significantly different. But this strain showed no
significant difference with the wild type strain injected at a ten times higher inoculum.
Although results obtained with the non pulsed strain PAO1 (pexsAind) remained
unclear, this experiment illustrated the stable acquisition of cytotoxicity by a transient
increase of the main transcriptional regulator, ExsA.
Discussion
Despite a functional wild-type genomic background, some P.aeruginosa strains are
unable to develop a type III dependent cytotoxicity except with an over-expression, in
trans, of the transcriptional activator of this virulence system, ExsA [8]. We proposed
to call these strains non-inducible for type III cytotoxicity. This observation and the
presence of a positive feedback loop regulating the expression of exsA led us to
hypothesize the possibility of an epigenetic mechanism in the acquisition of an
inducible type III dependant cytotoxicity in P.aeruginosa. Indeed a positive feedback
circuit in a biological regulatory network is consistent with the existence of multiple
steady states (phenotypes) for a system (genotype) in a given environment. With the
help of generalised logic and a formal computer approach we designed a minimal
model of P.aeruginosa type III basic regulation under calcium depletion and
established the consistency of the hypothesis of an epigenetic acquisition of an
inducible type III cytotoxicity. Next, we engineered an exsA inducible gene. With this
construction, we demonstrated that the acquisition of the secretory phenotype after a
transient signal relies on the presence of the feedback loop of the auto regulated
exsA gene in agreement with the model of the system. A stable acquisition of in vivo
inducible type III cytotoxicity by this transient increase in a non inducible strain was

Article 1
173
also observed.. The epigenetic hypothesis also involves that the reverse
transformation from inducible to non inducible type III cytotoxicity, as evidenced in the
lungs of cystic fibrosis patients with lasting infection, is the reverse epigenetic switch.
Since the exsA gene added in trans was under the control of the inducible promoter,
ptac, we have experienced leakiness or noise. This phenomenon, ubiquitous in
biological systems, is responsible for cell-to-cell variation in gene expression[27]. It
has been shown to be the cause of population bimodal heterogeneity, when coupled
with a feedback circuit responsible for multistationarity, for instance in the repartition
of lytic/temperate phages in the population upon infection of E.coli by bacteriophage-
λ[28]. In some individuals in the population bearing pexsAind such a noise-
dependant switch could be responsible for the slight activity observed in experiments
in vitro (Fig. 4B, lane 3) and the in vivo increase of cytotoxicity of non induced PAO1
(pexsAind). Thus, during an infection, cell-to-cell variability in gene expression due to
noise, together with external stimuli could induce the switch for an epigenetic
acquisition of a type III cytotoxicity in some individuals in the population, these
individuals can therefore overcome the host’s defense and take over the bacterial
population. Although this does not prove that this is the mechanism involved to
acquire or lose type III cytotoxicity during infection, the results obtained in vivo make
the epigenetic hypothesis very likely. However, this hypothesis does not necessarily
apply to the cytotoxicity of other bacteria, nor to mucoidy in P. aeruginosa for which
an epigenetic acquisition had been proposed[18]. In each case, the hypothesis must
be tested, first by modeling then experimentally.

Article 1
174
Conclusion
These in vitro and in vivo experiments, in accordance to the predictions of the formal
method, indicate that a stable acquisition of a phenotypic trait involved in the
pathogenicity of P. aeruginosa can arise from an epigenetic switch. Direct therapeutic
consequences could arise for P. aeruginosa infections especially in cystic fibrosis.
Any therapy inhibiting the type III regulon would reduce the pathogenicity of the
bacteria and the severity of the infection. If the acquisition of the inducibility of type III
secretory phenotype is due, as it appears, to bistability, a reduction of ExsA activity
below the triggering threshold would be sufficient to impede the positive feedback
circuit leading to reversion of the type III secretory phenotype and reduction of the
pathogenicity of the bacteria. According to the hypothesis that planctonic type III
secreting form of P. aeruginosa is responsible for early and invasive phases of the
infection[29-31], such a therapy would improve antibiotic performance and other
treatments to eradicate the infection or limit spreading.
Materials and Methods
Bacterial strains and growth conditions.
Pseudomonas aeruginosa strains used in this study were: CHA, a cytotoxic isolate
from a cystic fibrosis patient[32] which secretes toxins under inducing condition for
the type III secretion system[23]; PAO1, a noncytotoxic strain widely used in
laboratory studies; PAO1 ExsA–
, an isogenic mutant of PAO1 unable to synthesize
ExsA. PAO1 ExsA–
was obtained using a mutation method based on sacB negative
selection and cre-lox antibiotic marker recycling[33]. Strains were routinely grown in
Luria-Bertani broth (LB), Tryptic Soy Broth (TSB) or plated on PIA (Pseudomonas

Article 1
175
Isolation Agar, Difco, France). The pexsAind plasmid was introduced into PAO1 and
its isogenic mutant by electroporation and maintained with 300 µg of carbenicilin/ml.
Construction of an inducible exsA gene.
The exsA gene was amplified by PCR using the high fidelity polymerase PfuUltra
(Stratagene) with P. aeruginosa chromosomal DNA as the template and primers
EXSAS and EXSAR (see table 1). Their 5’ termini contain EcoRI and HindIII
restriction sites, respectively. PCR products were ligated into pCR®-Blunt II-TOPO®
vector (Invitrogen). The EcoRI-HindIII exsA fragment from this plasmid was inserted
into pTTQ18[22], digested by the same enzymes. This inducible system was
amplified from pTTQ18exsA with the Xbaptac and KpnlacIq primers (see table 1),
carrying XbaI and KpnI restriction sites, respectively, and inserted into the vector
pCR®-Blunt II-TOPO®. For the final construct, pexsAind, the XbaI-KpnI fragment
from the previous vector containing exsA was ligated into pUCP20[34], a high-copy-
number shuttle vector for P. aeruginosa.
SDS PAGE.
Bacteria were cultivated in LB broth overnight, diluted to 1.2x108
cfu/ml in LB
supplemented or not supplemented with 1mM ITPG and incubated with aeration for
20 min at 37°C. Then, bacteria were spun down, wash ed twice in LB and grown with
aeration for 3 h at 37°C in the presence or absence of 1mM IPTG in conditions of
calcium depletion: LB medium supplemented with 5mM EGTA and 20mM MgCl2
(inducing conditions known to induce secretion of type III toxins in vitro[35]). Bacterial
densities were determined by optical density measurement at 600nm. Cultures were
spun down, and proteins in the supernatant were precipitated by perchloric acid

Article 1
176
(precipitated volume was normalised to 9x108
cfu) and washed with acetone.
Proteins were separated on a 12% SDS-PAGE, and stained with Coomassie blue. In
the secretion experiment with a delay between the IPTG pulse and calcium depletion
(figure 4B), bacteria were pulsed with 1mM ITPG for 20 min then washed with LB.
Next, they were maintained in exponential phase of growth by serial dilution with
fresh medium during a definite time before calcium depletion.
Animals and infection model
Specific pathogen-free Sprague Dawley rats (n=40) (280-320g), (Charles River
Laboratoires France, St Germain/l’Arbresle, France) were housed in the Lille
University Animal Care Facility and allowed food and water ad lib. All experiments
were performed with approval of the Lille Institutional Animal Care and Use
Committee. P. aeruginosa strains were cultivated in Triptic Soy Broth (TSB) broth
overnight, diluted to 1.2x108
cfu/ml in TSB supplemented or not supplemented with
1mM ITPG and incubated with aeration for 20 min at 37°C. Cultures were then
centrifuged, washed twice and grown with aeration at 37°C in tryptic soy broth
medium. After 3 hours, bacteria were washed and resuspended in physiological
serum to reach a final concentration of 108
or 2x109
cfu/ml evaluated by
spectrophotometry. Acute lung injury was produced according to the method
described by Pennington and Ehrie[36]. Under short anaesthesia, a small midline
incision was made on the neck ventral surface after swabbing it with ethanol. The
trachea was exposed by blunt dissection. Using a 28-gauge needle, 0.5 ml/kg of
bacterial suspension was instilled into the trachea, followed by injection of 0.5 ml of
air[37,38]. The animals were studied 24 h after instillation of the bacteria.

Article 1
177
Bronchoalveolar lavage (BAL)
Bronchoalveolar lavage was performed by cannulating the trachea. Lungs from each
experimental group were washed with a total of 20 ml in 5-ml aliquots of PBS with 3
mM EDTA. The returned fluid was pooled and centrifuged (200g for 10 min). BAL
fluid (BALF) samples were filtered and immediately frozen at –80°C after collection.
Protein concentration in the BALF was measured with an automated analyzer
(Hitachi 917, Japan).
Authors’ contributions
DF participated to the design of the study, carried out the microbiological and animal
experiments and drafted the manuscript. RL carried out animal experiments. BG
carried out animal experiments and drafted the manuscript. JFGM proposed the
model while GB and JPC designed and performed computer studies and draft the
manuscript. AM, BP, JFGM conceived the study and participated to its design and
coordination and drafted the manuscript. All authors read and approved the final
manuscript.
Acknowledgements
This work was supported by a grant from the “association Vaincre la Mucoviscidose”.
We thank L. Quénée for technical assistance and Professors F. Morel and F. Molina,
and the members of the epigenomic workshop in genopole for helpful discussions.
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Article 1
183
Table 1. PCR primers used, restriction sites are in bold.
Name Primers Description
EXSAS 5’-CCGAATTCTTATAATATGCAAGGAG-3’
EXSAR 5’-GGAAGCTTTCAAAAAACGTCAGTTA-3’
Amplification of exsA
Xbaptaq 5’-CGTCTAGATTGACAATTCATCGCCTCG-3’
KpnlacIq 5’-GGGTACCTCACTGCCCGC TTTCCAGT-3’
Amplification of exsAind

Article 1
184
Figure 1. Models of the Regulation of the TTSS. (A) The regulatory network of the
type III secretion system. Regulators encoded outside of the ExsA regulon are not
shown. Filled arrows and dashed lines represent positive or negative interactions
respectively, dotted lines stand for transcription and translation, opened arrows
represent the secretion of proteins. (B) The molecular sub-network drawn here only
shows interactions involved in feedback circuits: autoregulation of exsA, activation by
ExsA of the operons involved in the cytotoxic response, and the inhibition of ExsA by
ExsD. Induction of secretion and expression of cytotoxicity by the target, or by
calcium depletion, is considered constant and is therefore not indicated. Other
regulations of the exsA gene are not represented. (C) The minimal regulatory graph
extracted from the molecular graph. The three variables are x=ExsA, y=ExsD (the
ExsA inhibitor), and z=type III secretory apparatus and toxin secretion. The four
arrows represent autoregulation of the exsA gene (x→x), transcriptional activation of
the exsD gene by protein ExsA (x→y), transcriptional activation of the genes involved
in type III secretory system (x→z), and inhibition of ExsA by ExsD (y→x).
ExoS
ExsA
p exoTp exoS
p exsD psc
ExsD
A
x=ExsA
y=ExsD
z=secretion apparatus
and toxin secretion
Bacterial cell wall
ExoT+
y
z
x
+
+
+ -
Secretion
apparatus
exsC B AEp
ExsE
ExsC
+
-
-
-
ExsA-
-
+
B
C
ExsA ExsD+
+
-
Toxines
Secretion apparatus
+
ExoS
ExsA
p exoTp exoS
p exsD psc
ExsD
A
x=ExsA
y=ExsD
z=secretion apparatus
and toxin secretion
Bacterial cell wall
ExoT+
y
z
x
+
+
+ -
y
z
x
+
+
+ -
z
x
++
++
++ --
Secretion
apparatus
exsC B AEp
ExsE
ExsC
+
-
-
-
ExsA-
-
+
B
C
ExsA ExsD+
+
-
Toxines
Secretion apparatus
+

Article 1
185
Figure 2. Underlying dynamics depend on the values of interactions thresholds and
on the parameters values. The labels of the vertices indicate the sign of the
interaction and its threshold. As these thresholds are almost always unknown, value
1 means only that the corresponding threshold is the lowest one, and value 2 that it is
the second lowest threshold. Two different graphs must then be drawn depending on
which promoter is more sensitive to ExsA. (A) In this case, the threshold above which
x is active on x is higher (level 2) than that above which it is active on y (level 1). (B)
represents the reverse case. z is an output element whose level is determined by the
value of x: low values of x will lead to negligible amounts of z, while high values of x
will lead to high levels of z.
A
x y
z
2+
2+
1-
1+ B
x y
z
1+
2+
1-
2+A
x y
z
2+
2+
1-
1+A
x y
z
2+
2+
1-
1+ B
x y
z
1+
2+
1-
2+B
x y
z
1+
2+
1-
2+

Article 1
186
Figure 3. One result from SMBioNet in accordance with the epigenetic hypothesis of
the regulatory graph. SMBioNet provides a graphical interface that allows the user to
define a regulatory graph and to edit temporal properties. SMBioNet exhibits all sets
of parameters which satisfy the properties. Consistency is thus established if and
only if at least one set of parameters is selected by SMBioNet. (A) Parameter table.
The two first columns list all possible states of the network according to genes x and
y. The third column gives the Kx,w parameters which define the expression level
towards which x tends to evolve. Note that w represents all the positive regulatory
effects that are active on x (including the lack of active negative effects). Here, w
reflects the effects of x, if its value is higher than the activity thresholds indicated in
the graph, and the effects of y, if its value is lower than the activity threshold. The
fourth column similarly gives the Ky,w parameters which define the expression level
towards which y tends to evolve. (B) State transition graph. The dynamics of the
model are deduced from the values of the parameters via a desynchronisation
algorithm[21].
x y Kx Ky
0 0 Kx{y}=0 Ky{}=0
0 1 Kx{}=0 Ky{}=0
1 0 Kx{xy}=2 Ky{}=0
1 1 Kx1=1 Ky{}=0
2 0 Kx{xy}=2 Ky2=1
2 1 Kx3=1 Ky4=1
y
x
(0,0) (1,0) (2,0)
(0,1) (1,1) (2,1)
B
A
x y Kx Ky
0 0 Kx{y}=0 Ky{}=0
0 1 Kx{}=0 Ky{}=0
1 0 Kx{xy}=2 Ky{}=0
1 1 Kx1=1 Ky{}=0
2 0 Kx{xy}=2 Ky2=1
2 1 Kx3=1 Ky4=1
xx yy KxKx KyKy
00 00 Kx{y}=0Kx{y}=0 Ky{}=0Ky{}=0
00 11 Kx{}=0Kx{}=0 Ky{}=0Ky{}=0
11 00 Kx{xy}=2Kx{xy}=2 Ky{}=0Ky{}=0
11 11 Kx1=1Kx1=1 Ky{}=0Ky{}=0
22 00 Kx{xy}=2Kx{xy}=2 Ky2=1Ky2=1
22 11 Kx3=1Kx3=1 Ky4=1Ky4=1
y
x
(0,0) (1,0) (2,0)
(0,1) (1,1) (2,1)
By
x
(0,0) (1,0) (2,0)
(0,1) (1,1) (2,1)
y
x
(0,0) (1,0) (2,0)
(0,1) (1,1) (2,1)
(0,0) (1,0) (2,0)
(0,1) (1,1) (2,1)
B
A

Article 1
187
Figure 4. Secretion profiles of various P. aeruginosa strains induced for type III
secretion. Coomassie blue-stained SDS-PAGE of TTSS secreted proteins. ExoS and
ExoT toxins, the most abundant type III-related exoproducts[3], are indicated on the
right side of the gel. IPTG was used at 1mM. (A) Lane 1, CHA; lane 2, PAO1; lanes 3
and 4, PAO1 (pexsAind) without or with a 20 min IPTG pulse; lane 5, PAO1 ExsA–
;
lanes 6 and 7, PAO1 ExsA–
(pexsAind) without or with a 20-min IPTG pulse; lane 8,
PAO1 ExsA–
(pexsAind) with a 20 min IPTG pulse and with IPTG during the calcium
depletion. (B) PAO1 (pexsAind) was pulsed or not with 1mM IPTG during 20 min then
wash with fresh LB. Next, bacteria were maintained in exponential phase of growth
by serial dilution with fresh medium during a definite time before calcium depletion as
indicated below the gel.
Time laps before Ca2+
depletion
66
43
1 2 3 4
8H
- + IPTG Pulse
6H
+ -
MW(kDa)
ExoT
ExoS
B
ExoTExoT
ExoSExoS
1 2 3 4 5 6 7 8MW(kDa)
A
CHA PAO1 PAO1
(pexsAind)
- +- - - ++
Strains
IPTG pulse
IPTG during
Ca2+depletion+
-
43
66
CHA-D1 CHA-D1 (pexsAind)
Time laps before Ca2+
depletion
66
43
1 2 3 4
8H
- + IPTG Pulse
6H
+ -
MW(kDa)
ExoT
ExoS
B
ExoTExoT
ExoSExoS
1 2 3 4 5 6 7 8MW(kDa)
A
CHA PAO1 PAO1
(pexsAind)
- +- - - ++
Strains
IPTG pulse
IPTG during
Ca2+depletion+
-
43
66
CHA-D1 CHA-D1 (pexsAind)

Article 1
188
Figure 5. Epigenetic acquisition of in vivo type III cytotoxicity. Protein levels
measured in the bronchoalveolar lavage fluid (BALF) in the three experimental
groups: PAO1 pexsAind (108
CFU/ ml) with 1 mM IPTG Pulse (pexsAind ITPG+) or
not (pexsAind IPTG-), PAO1 (108
CFU/ ml). Proteins levels are significantly different
between each group. *p<0.01, **p<0.0001. Results are expressed as mean±SE.
pexsAind IPTG+ PAO1 pexsAind IPTG-
BALFProtein(g/dl)
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
1.6
1.8
2.0 *
***

Résumé
Pseudomonas aeruginosa est un pathogène opportuniste responsable d’infections
graves chez les personnes immunodéprimées, les patients en soins intensifs ou
atteints de la mucoviscidose. Cette pathogénicité repose sur de nombreux facteurs
de virulence dont le système de sécrétion de type III (SSTT). Ce système est activé
par le contact de la bactérie avec une cellule ou une déplétion calcique et permet
l’injection de toxines directement dans le cytoplasme de la cellule cible. Différents
phénotypes ont été observés pour ce facteur de virulence lors d’une infection
pulmonaire chronique chez des patients atteints de mucoviscidose : un phénotype dit
inductible par le contact cellulaire ou la déplétion calcique et un phénotype dit non
inductible. En l’absence de mutations des gènes constituant le SSTT, cette dualité de
phénotype peut être envisagée sous un aspect épigénétique.
A l’aide d’un outil informatique, nous avons déterminé l’ensemble des dynamiques
possibles d’un modèle restreint du SSTT supportant l’hypothèse de bistabilité et mis
en évidence l’existence possible d’un phénomène d’épigénèse pour l’inductibilité de
ce facteur de virulence. Grâce à cette méthode nous avons également pu définir les
expériences permettant de tester cette hypothèse. Ainsi, nous avons démontré
qu’une modification épigénétique pouvait être à l’origine d’une acquisition stable de
l’inductibilité du SSTT in vitro par déplétion calcique. Ce changement héréditaire de
phénotype a également été confirmé, in vivo, à l’aide d’un modèle d’infection
pulmonaire aiguë chez le rat.
Dans un second temps, nous avons mis en évidence que le SSTT est réprimé à
densité cellulaire élevée. Cette inhibition est induite par un signal produit et sécrété
par P. aeruginosa. L’utilisation de mutants délétés des gènes lasI et rhlI, déficients
pour la production de PAI1 et PAI2, a permis de montrer que ces signaux connus du
quorum sensing chez ce pathogène ne sont pas impliqués dans cette répression. De
même, le facteur de transcription RpoS, qui gouverne de nombreux processus à
densité cellulaire élevée, en relation avec le quorum sensing, ne semble pas être un
acteur direct de ce mécanisme de régulation. Ainsi, l’expression du SSTT dépend de
la densité bactérienne et la répression à densité cellulaire élevée de ce facteur de
virulence est induite par un mécanisme de type quorum sensing non connu.
Mots clé : Pseudomonas aeruginosa, pathogénicité, système de sécrétion de type III,
multistationnarité, épigénèse, quorum sensing

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